丙烯酰胺对大鼠神经组织和血清中抗氧化能力的影响

丙烯酰胺对大鼠神经组织和血清中抗氧化能力的影响

姓名：朱雪涛申请学位级别：硕士专业：劳动卫生与环境卫生

指导教师：谢克勤

20040415

原创性声明本人郑重声明：所呈交的学位论文，是本人在导师的指导下，进行研究所取得的成果。除文中已经注明引用的内容外，本论文不包含任何其他个人或集体已经发表或撰写过的科研成果。对本文的研究作出重要贡献的个人和集体，均已在文中以明确方式标明。本人完全意识到本声明的法律责任由本人承担。论文作者签名：望垫日期：竺！：兰！！关于学位论文使用授权的声明本人完全了解山东大学有关保留、使用学位论文的规定，同意学校保留或向国家有关部门或机构送交论文的复印件和电子版，允许论文被查阅和借阅；本人授权山东大学可以将本学位论文的全部或部分内容编入有关数据库进行检索，可以采用影印、缩印或其他复制手段保存论文和汇编本学位论文。（保密论文在解密后应遵守此规定）论文作者签名：逖导师签名：趔日期：丝！！：！』丙烯酰胺对大鼠神经组织和血清中抗氧化能力的影响研究生导师朱雪涛出垒盔兰２主兰２罄苎——一．一谢克勤教授中文摘要目的进一步探讨丙烯酰胺引起神经病的发病机制．研究中毒后神经组织抗氧化能力的改变，确定神经组织抗氧化能力的改变与中毒后神经病发生的关系。方法本次研究将Ｗｉｓｔｅｒ成年大鼠随机分成四个组。三个处理组．一个阴性对照组。阴性对照组注射生理盐水．处理组腹腔注射１０ｍｇ／ｋｇ（低剂量）、２０ｍｇ／ｋｇ（＠剂量）和４０ｍｇ／ｋｇ（高剂量），隔天注射一次，连续一个月。每周测量一次体重．实验结束后使用生化试剂盒方法分析各实验组及对照组大鼠的大脑、小脑、脊髓、坐骨神经和血清中的总抗氧化能力（Ｔ－ＡＯＣ）、谷胱甘肽还原酶（ＧＲ）、谷胱甘肽过氧化物酶（ＧＳＨ．ＰＸ）、丙二醛（ＭＤＡ）、活性氧（ＲＯＳ）、超氧化物歧化酶（ＳＯＤ）酶和谷胱甘肽（ＧＳＨ）等指标的变化。应用酶组织化学方法，通过冰冻组织切片观察大脑和脊髓和后肢肌肉中三磷酸腺苷酶（ＡＴＰａｓｅ）和琥珀酸脱氢酶（ＳＤＨ）活性的变化。结果１、体重的测试：在实验结束时，低剂量组与阴性对照组相同；高剂量和中剂量组体重与阴性对照组相比有所减少，但无明显差别（Ｊｐ＞Ｏ．０５）。２、在大脑中，与阴性对照组相比，高剂量组中Ｔ－ＡＯＣ、ＧＲ、ＧＳＨ．ＰＸ、ＡＴＰａｓｅ、ＳＤＨ活性和ＧＳＨ含量呈降低趋势，ＲＯＳ、ＭＤＡ含量呈上升趋势（Ｐ＜０．０５）；中剂量组中ＧＲ和ＧＳＨ．Ｐｘ活性以及ＧＳＨ含量呈降低趋势（Ｐ＜Ｏ．０５）：低剂量组中ＧＳＨ含量呈降低趋势∽＜Ｏ．０５）：Ｔ－ＡＯＣ、ＧＲ、ＧＳＨ—ＰＸ、组以及ＳＯＤ与阴性对照组相比无显著差异ｆ尸＞０．０５）。ＲＯＳ、ＭＤＡ的其它剂量３、在小脑中，与阴性对照组相比，高剂量组中Ｔ－ＡＯＣ、ＧＲ、ＧＳＨ．Ｐｘ活性和ＧＳＨ含量呈降低趋势，ＲＯＳ、ＭＤＡ含量呈上升趋势（，＜Ｏ．０５）；中剂量组中＿＿－●＿ｌｌ－●＿－＿＿●－＿＿－＿●＿＿＿＿●●－●Ｉ＿Ｉ＿－●●—●＿＿＿一Ｉ＿ｌ＿●＿●＿－＿＿－－＿－＿＿－＿＿＿＿＿＿—●＿＿●－－＿＿＿＿一山东大学硕士学位论文Ｔ－ＡＯＣ、ＧＲ和ＧＳＨ．ＰＸ活性以及ＧＳＨ含量呈降低趋势（Ｐ＜Ｏ．０５）：低剂量组中ＧＳＨ含量呈降低趋势（Ｐ＜Ｏ．０５）：Ｔ－ＡＯＣ、ＧＲ、ＧＳＨ．ＰＸ、ＲＯＳ、ＭＤＡ的其它剂量组以及ＳＯＤ与阴性对照组相比无显著差异（Ｐ＞０．０５）。４、在脊髓中，与阴性对照组相比。高剂量组中Ｔ－ＡＯＣ、ＧＲ、ＧＳＨ—ＰＸ、ＡＴＰａｓｅ、ＳＤＨ活性和ＧＳＨ含量呈降低趋势，ＲＯＳ含量、ＭＤＡ含量呈上升趋势（Ｐ＜０．０５）：中剂量组中Ｔ－ＡＯＣ、ＧＲ和ＧＳＨ—ＰＸ活性以及ＭＤＡ、ＧＳＨ含量呈降低趋势（Ｊｐ＜０．０５）：低剂量组中ＧＳＨ．ＰＸ活性和ＧＳＨ含量呈降低趋势（｜ｐ＜Ｏ．０５）：Ｔ－ＡＯＣ、ＧＲ、ＲＯＳ、ＭＤＡ的其它剂量组以及ＳＯＤ与阴性对照组相比无显著差异（Ｐ＞Ｏ．０５１。５、在坐骨神经中．与阴性对照组相比，各剂量组中Ｔ－ＡＯＣ、ＧＲ、ＧＳＨ．ＰＸ、活性和ＧＳＨ含量均呈降低趋势，ＲＯＳ含量、ＭＤＡ含量都呈上升趋势（Ｐ＜Ｏ．０５）：ＳＯＤ与阴性对照组相比无显著差异（尸＞Ｏ，０５）。６、在血清中，与阴性对照组相比，高剂量组中Ｔ－ＡＯＣ、ＧＲ、ＧＳＨ．ＰＸ活性和ＧＳＨ含量呈降低趋势，ＲＯＳ含量呈上升趋势（尸＜０．０５）：中剂量组中Ｔ－ＡＯＣ、ＧＲ活性以及ＧＳＨ含量呈降低趋势（尸＜Ｏ．０５）；Ｔ－ＡＯＣ、ＧＲ、ＧＳＨ．ＰＸ、ＧＳＨ、ＲＯＳ的其它剂量组以及ＳＯＤ、ＭＤＡ同阴性对照组相比无显著差异（尸＞Ｏ．０５）。７、坐骨神经中ＧＳＨ—ＰＸ、ＧＲ、Ｔ－ＡＯＣ活力及ＧＳｔｔ含量下降最多．，＇ｄＯＡ、ＲＯＳ升高最显著。结论ｌ、首次发现丙烯酰胺染毒后，大脑和小脑中低剂量组ＧＲ活性有升高的变化趋势，而中、高剂量组有显著下降趋势。２、首次发现丙烯酰胺引起神经组织和血清中Ｔ－ＡＯＣ显著下降。３、丙烯酰胺对大鼠神经组织中抗氧化能力的影响可能是其引发神经病的～个重要作用机制。坐骨神经可能是ＡＣＲ的主要靶组织。关键词丙烯酰胺；神经毒性：抗氧化能力；谷胱甘肽：酶山东人学硕士学位论文ＴｈｅｅｆｆｅｃｔｏｆａｃｒｙｌａｍｉｄｅｔｏｔｈｅａｎｔｉｏｘｉｄａｔｉｏｎｉｎｔｈｅａｎｄｂｌｏｏｄｓｅｒｕｍｏｆｔｈｅｒａｔｎｅｒｖｅｔｉｓｓｕｅＳｔｕｄｅｎｔ：ＺｈｕＸｕｅｔａｏＳｕｐｅｒｖｉｓｏｒ：ＸｉｅＫｅｑｉｎＡｂｓｔｒａｃｔＯｂｊｅｃｔｉｖｅＴｏｅｓｔａｂｌｉｓｈｐａｔｈｏｇｅｎｅｓｉｓ，ｔｈｅａｎｓｕｂ‘ａｃｕｔｅｔｏｘｉｃｅｆｆｅｃｔｍｏｄｅｌｏｆＡＣＲｆｏｒｆａｒｔｈｅｒｓｔｕｄｙｉｎｇｔｈｅｔｉｓｓｕｅａｎｄｔｈｅｓｕｐｅｒｎａｔａｎｔｏｆｂｌｏｏｄｗｅｒｅｅｘｔｒａｃｔｅｄ，ａｎｄｔｈｅａｎｄｔｈｅｃｏｒｒｅｌａｔｉｖｅｓｕｂｓｔａｎｃｅａｎｄｅｎｚｙｍａｔｉｃａｃｔｉｖｉｔｙｎｅｒｖｅｃｈａｎｇｅｏｆｔｈｅｔｏｔａｌａｎｔｉｏｘｉｄａｔｉｏｎｗｅｒｅａｓｓａｙｅｄ．ＭｅｔｈｏｄｓＴｈｅｇｒｏｗｎＷｉｓｔｅｒｗｅｒｅｒａｔｓｗｅｒｅｒａｎｄｏｍｇｒｏｕｐｅｄｔｏｆｏｕｒｇｒｏｕｐｓ．Ｔｈｅｎｅｇａｔｉｖｅｃｏｎｔｒａｓｔｔｈｅｌｏｗｄｏｓｅａｂｄｏｍｉｎａｌｌｙｉｎｊｅｃｔｅｄｗｉｔｈｎｏｒｍａｌｓａｌｉｎｅ，ａｎｄｗｉｔｈ１Ｏｍｇ／ｋｇｇｒｏｕｐｗｅｒｅａｂｄｏｍｉｎａｌｌｙｉｎｊｅｃｔｅｄＡＣＲ，ａｎｄｔｈｅｍｉｄｄｌｅｄｏｓｅｇｒｏｕｐｗｅｒｅａｂｄｏｍｉｎａｌｌｙｉｎｊｅｃｔｅｄｗｉｔｈ２０ｍｇ＆ｇＡＣＲ，ａｎｄｔｈｅｈｉｇｈｄｏｓｅｇｒｏｕｐｗｅｒｅａｂｄｏｍｉｎａｌｌｙｒａｔｓｉｎｊｅｃｔｅｄｗｉｔｈ４０ｍｇ／ｋｇＡＣＲ．Ｔｈｅｗｅｒｅｉｎｊｅｃｔｅｄｅｖｅｒｙｏｔｈｅｒｄａｙｆｏｒａｍｏｎｔｈ，ａｎｄｗｅｒｅｎｅｒｖｅｍｅａｓｕｒｅｄｔｈｅｂｏｄｙｗｅｉｇｈｔ，ａｎｄｗｅｒｅｏｂｓｅｒｖｅｄｔｈｅｂｅｈａｖｉｏｒｆｕｎｃｔｉｏｎｏｆｔｈｅｓｙｓｔｅｍ．Ｔｈｅｋｉｔｗａｓｕｓｅｄｇｌｕｔａｔｈｉｏｎｅｔｏａｓｓａｙｔｈｅｃｈａｎｇｅｏｆｔｈｅｔｏｔａｌａｎｔｉ．ｏｘｉｄａｔｉｏｎ（Ｔ－ＡＯＣ），ｔｈｅｍａｌｅｉｃｒｅｄｕｃｔａｓｅ（ＧＲ），ｔｈｅｇｌｕｔａｔｈｉｏｎｅｐｅｒｏｘｉｄａｓｅ（ＧＳＨ—ＰＸ）．ｔｈｅＤｉａｌｄｅｈｙｄｅ（ＭＤＡ），ｔｈｅｒｅａｃｔｉｖｅｏｘｙｇｅｎｓｐｅｃｉｅｓ＿（ＲＯＳ），ｔｈｅｓｕｐｅｒｏｘｉｄｅｄｉｓｍｕｔａｓｅ（ＳＯＤ）ｃｏｒｄ．ｔｈｅｓｃｉａｔｉｃｔｏａｎｄｔｈｅｇｌｕｔａｔｈｉｏｎｅ（ＧＳＨ）ｉｎｔｈｅｃｅｒｅｂｒｕｍ，ｔｈｅｃｅｒｅｂｅｌｌｕｍ，ｔｈｅｓｐｉｎａｌｎｅｒｖｅａｎｄｔｈｅｂｌｏｏｄｓｅｒｕｍｏｆｔｈｅｆｏｕｒｇｒｏｕｐｓ．Ｔｉｓｓｕｅｓｌｉｃｅｓｗｅｒｅｏｂｓｅｒｖｅｄｔｈｅｆｉｎｄｏｕｔｃｈａｎｇｅｏｆｔｈｅａｄｅｎｏｓｉｎｅｔｒｉｐｈｏｓｐｈａｔａｓｅ（ＡＴＰａｓｅ）ａｎｄｔｈｅｓｕｃｃｉｎａｔｅｄｅｈｙｄｒｏｇｅｎａｓｅ（ＳＤＨ）ｉｎｔｈｅｃｅｒｅｂｒｕｍ，ｔｈｅｓｐｉｎａｌｃｏｒｄａｎｄｔｈｅｍｕｓｃｌｅｏｆｈｉｎｄ１ｅ￡．３山东大学硕士学位论文Ｒｅｓｕｌｔｓ１．ＴｈｅｍｅａＳｕｒｅｏｆｂｏｄｙｗｅｉｇｈｔ：ａｔｔｈｅｅｎｄｏｆｔｈｅｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔ，ｔｈｅｂｏｄｙｗｅｉｇｈｔｏｆｔｈｅｌｏｗｄｏｓｅｇｒｏｕｐｉｓｔｈｅｓａｍｅａｓｔｈａｔｏｆｔｈｅｎｅｇａｔｉｖｅｃｏｎｔｒａｓｔｇｒｏｕｐ．ｔｈｅｂｏｄｙｗｅｉｇｈｔａｏｆｔｈｅｍｉｄｄｌｅｄｏｓｅｇｒｏｕｐａｎｄｔｈｅｈｉｇｈｄｏｓｅｇｒｏｕｐｈａｄｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｄｉｆｆｅｒｅｎｃｅｓｌｉｇｔｄｒｏｐ．，ｂｕｔｔｈｅｒｅｗａｓ１１．ｏｃｏｍｐａｒｅｄｗｉｔｈｔｈｅｎｅｇａｔｉｖｅｃｏｎｔｒａｓｔｇｒｏｕｐｆＪＤ＞０．０５）．２．Ｉｎｔｈｅｃｅｒｅｂｒｕｍ，ｃｏｍｐａｒｅｄｗｉｔｈｔｈｅｎｅｇａｔｉｖｅｃｏｎｔｒａｓｔｇｒｏｕｐ，ｔｈｅＴ－ＡＯＣ，ｔｈｅａｃｔｉｖｉｔｙｏｆＧＲ，ｔｈｅａｃｔｉｖｉｔｙｏｆＧＳＨ・ＰＸ，ｔｈｅｃｏｎｔｅｎｔｏｆＧＳＨ，ｔｈｅａｃｔｉｖｉｔｙｏｆＡＴＰａＳｅａｎｄＳＤＨｓｈｏｗｅｄｄｏｓｅｇｒｏｕｐａｄｏｗｎｗａｒｄａｔｒｅｎｄ（Ｐ＜０．０５），ｔｈｅｃｏｎｔｅｎｔｏｆＲＯＳａｎｄＭＤＡｏｆｔｈｅｈｉｇｈｓｈｏｗｅｄｕｐｗａｒｄｔｒｅｎｄ（Ｐ＜０．０５）；ｔｈｅａｃｔｉｖｉｔｙｏｆＧＲ，ｔｈｅａｃｔｉｖｉｔｙｏｆａＧＳＨ—ＰＸ，ｔｈｅｃｏｎｔｅｎｔｏｆＧＳＨｏｆｔｈｅｍｉｄｄｌｅｄｏｓｅｇｒｏｕｐｓｈｏｗｅｄｄｏｗｎｗａｒｄｔｒｅｎｄｄｏｗｎｗａｒｄｔｒｅｎｄｃｏｎｔｅｎｔ（Ｐ＜０．０５）；ｔｈｅｃｏｎｔｅｎｔｏｆＧＳＨｏｆｔｈｅｌｏｗｄｏｓｅｇｒｏｕｐｓｈｏｗｅｄａ（Ｐ＜０．０５），ｔｈｅＴ－ＡＯＣ，ｔｈｅａｃｔｉｖｉｔｙｏｆＧＲ，ｔｈｅａｃｔｉｖｉｔｙｏｆＧＳＨ—ＰＸ，ｔｈｅｏｆＲＯＳａｎｄＭＤＡｏｆｏｔｈｅｒｇｒｏｕｐｓｈｅｌｄｔｈｅｌｉｎｅ（Ｐ＞Ｏ．０５）．，ｔｈｅａｃｔｉｖｉｔｙｏｆＳＯＤａｌｓｏｈｅｌｄｔｈｅｌｉｎｅ（Ｐ＞０．０５），３Ｉｎｔｈｅｃｅｒｅｂｅｌｌｕｍ，ｃｏｍｐａｒｅｄｗｉｔｈｔｈｅｎｅｇａｔｉｖｅｃｏｎｔｒａｓｔｇｒｏｕｐ，ｔｈｅＴ－ＡＯＣ，ｔｈｅａａｃｔｉｖｉｔｙｏｆＧＲ，ｔｈｅａｃｔｉｖｉｔｙｏｆＧＳＨ・ＰＸ，ｔｈｅｃｏｎｔｅｎｔｏｆＧＳＨｓｈｏｗｅｄｄｏｗｎｗａｒｄａｔｒｅｎｄ（Ｐ＜０．０５），ｔｈｅｃｏｎｔｅｎｔｏｆＲＯＳａｎｄＭＤＡｏｆｔｈｅｈｉ曲ｄｏｓｅｇｒｏｕｐｓｈｏｗｅｄｕｐｗａｒｄｔｒｅｎｄ（Ｐ＜Ｏ．０５）；ｔｈｅＴ－ＡＯＣ，ｔｈｅａｃｔｉｖｉｔｙｏｆＧＲ，ｔｈｅａｃｔｉｖｉｔｙｏｆＧＳＨ・ＰＸ．ｔｈｅｃｏｎｔｅｎｔｏｆＧＳＨｏｆｔｈｅｍｉｄｄｌｅｄｏｓｅｇｒｏｕｐｓｈｏｗｅｄｔｈｅｃｏｎｔｅｎｔｏｆＧＳＨｏｆｔｈｅｌｏｗｄｏｓｅｇｒｏｕｐｓｈｏｗｅｄａａｄｏｗｎｗａｒｄｔｒｅｎｄ（Ｐ＜０．０５）；ｄｏｗｎｗａｒｄｔｒｅｎｄ（Ｐ＜Ｏ．０５）；ｔｈｅＴ－ＡＯＣ，ｔｈｅａｃｔｉｖｉｔｙｏｆＧＲ，ｔｈｅａｃｔｉｖｉｔｙｏｆＧＳＨ－ＰＸ，ｔｈｅｃｏｎｔｅｎｔｏｆＲＯＳａｎｄＭＤＡｏｆｏｔｈｅｒｇｒｏｕｐｓｈｅｌｄｔｈｅｌｉｎｅ（Ｐ＞Ｏ．０５），ｔｈｅａｃｔｉｖｉｔｙｏｆＳＯＤａｌｓｏｈｅｌｄｔｈｅｌｉｎｅ（Ｐ＞０．０５）．．４．Ｉｎｔｈｅｓｐｉｎａｌｃｏｒｄ，ｃｏｍｐａｒｅｄ、ｖｉｔＩｌｔｈｅｎｅｇａｔｉｖｅｃｏｎｔｒａｓｔｇｒｏｕｐ，ｔｈｅＴ－ＡＯＣ，ｔｈｅａｃｔｉｖｉｔｙｏｆＧＲ，ｔｈｅａｃｔｉｖｉｔｙｏｆＧＳＨ—ＰＸ，ｔｈｅｃｏｎｔｅｎｔｏｆＧＳＨ，ｔｈｅａｃｔｉｖｉｔｙｏｆＡＴＰａｓｅｏｆＲＯＳａｎｄＭＤＡｏｆｔｈｅａｃｔｉｖｉｔｙｏｆＧＲ，ｄｏｓｅｇｒｏｕｐａｎｄＳＤＨｓｈｏｗｅｄａｄｏｗｎｗａｒｄｔｒｅｎｄ（Ｐ＜Ｏ．０５）．ｔｈｅａｃｏｎｔｅｎｔｈｉｇｈｄｏｓｅｇｒｏｕｐｓｈｏｗｅｄｕｐｗａｒｄｔｒｅｎｄ妒＜Ｏ．０５）；Ｔ－ＡＯＣ，ｔｈｅｔｈｅａｃｔｉｖｉｔｙｏｆＧＳＨ・ＰＸ，ｔｈｅｃｏｎｔｅｎｔｏｆＧＳＨｓｈｏｗｅｄａａｎｄＭＤＡｏｆｔｈｅｍｉｄｄｌｅｄｏｗｎｗａｒｄｔｒｅｎｄ（尸＜０．０５）；ｔｈｅｃｏｎｔｅｎｔｏｆＧＳＨａｎｄｔｈｅａｃｔｉｖｉｔｙｏｆ４当銮盔兰堡圭兰兰兰苎ＧＳＨ．ＰＸｏｆ也ｅｌｏｗｄｏｓｅｇｒｏｕｐ．ｓｈｏｗｅｄａｄｏｗｎｗａｒｄｔｒｅｎｄ（Ｐ＜Ｏ．０５），ｔｈｅＴ－ＡＯＣ，ｔｈｅａｃｔｉｖｉｔｙｏｆＧＲ，ｔｈｅｃｏｎｔｅｎｔｏｆＲＯＳａｎｄＭＤＡｏｆｏｔｈｅｒｇｒｏｕｐｓｈｅｌｄｔｈｅｌｉｎｅ（Ｐ＞Ｏ．０５）．，ｔｈｅｓａｍｅａｓｔｈｅａｃｔｉｖｉｔｙｏｆＳＯＤ（Ｐ＞０．０５）．５．Ｉｎｔｈｅｓｃｉａｔｉｃｎｅｒｖｅ，ｃｏｍｐａｒｅｄｗｉｔｈｔｈｅｎｅｇａｔｉｖｅｃｏｎｔｒａｓｔｇｒｏｕｐ，ｔｈｅＴ－ＡＯＣ，ｔｈｅａｃｔｉｖｉｔｙｏｆＧＲ，ｔｈｅａｃｔｉｖｉｔｙｏｆＧＳＨ－ＰＸａｎｄｔｈｅｃｏｎｔｅｎｔｏｆＧＳＨｓｈｏｗｅｄａｄｏｗｎｗａｒｄｔｒｅｎｄ（Ｐ＜ｏ．０５）；ａｎｄｔｈｅｃｏｎｔｅｎｔｏｆＲＯＳａｎｄＭＤＡｓｈｏｗｅｄａｕｐｗａｒｄｔｒｅｎｄ（Ｐ＜０．０５）；ｔｈｅａｃｔｉｖｉｔｙｏｆＳＯＤｈｅｌｄｔｈｅｌｉｎｅｒｐ０．０５）．ｃｏｎｔｒａｓｔ６．１ｎｔｈｅｂｌｏｏｄＳｅｒｕｍ．ｃｏｍｐａｒｅｄｗｉｔｈｔｈｅｎｅｇａｔｉｖｅｇｒｏｕｐ，ｔｈｅＴ－ＡＯＣ，ｔｈｅａｃｔｉｖｉｔｙｏｆｏｆＧＳＨＧＲｔｈｅａｃｔｉｖｉｔｙｏｆＧＳＨ－ＰＸ，ｔｈｅｃｏｎｔｅｎｔｃｏｎｔｅｎｔｓｈｏｗｅｄａｄｏｗｎｗａｒｄａｔｒｅｎｄ（Ｐ＜０．０５），ｔｈｅｏｆＭＤＡｏｆｔｈｅｈｉｇｈｄｏｓｅｇｒｏｕｐｓｈｏｗｅｄｕｐｗａｒｄｔｒｅｎｄ（Ｐ＜０．０５）；Ｔ－ＡＯＣ，ｔｈｅａｃｔｉｖｉｔｙｏｆＧ＆ｔｈｅａｃｔｉｖｉｔｙｏｆＧＳＨ・ＰＸａｎｄｔｈｅｃｏｎｔｅｎｔｏｆＧＳＨｏｆｔｈｅｍｉｄｄｌｅｄｏｓｅｇｒｏｕｐｓｈｏｗｅｄａｄｏｗｎｗａｒｄｖｅｎｄ（Ｐ＜０．０５）；ｔｈｅＴ－ＡＯＣ，ｔｈｅａｃｔｉｖｉｔｙｏｆＧＲ，ｔｈｅａｃｔｉｖｉｔｙｏｆＧＳＨ・ＰＸ，ｔｈｅｃｏｎｔｅｎｔｏｆＧＳＨ，ｔｈｅｏｆＲＯＳｏｆｏｔｈｅｒｇｒｏｕｐｓｈｅｌｄｔｈｅｌｉｎｅ（Ｐ＞０．０５）．，ｔｈｅｃｏｎｔｅｎｔｏｆＭＤＡａｎｄｃｏｎｔｅｎ．ｔｔｈｅａｃｔｉｖｉｔｙｏｆＳＯＤａｌｓｏｈｅｌｄｔｈｅｌｉｎｅｆＪｐ＞０．０５）．７．ｎｌｅＴ－ＡＯＣ，ｔｈｅａｃｔｉｖｉｔｙｏｆＧＲｔｈｅａｃｔｉｖｉｔｙｏｆＧＳＨ．ＰＸ，ｔｈｅｓｃｉａｔｉｃｎｅｒｖｅｃｏｎｔｅｎｔｏｆＧＳＨｉｎｔｈｅａｄｒｏｐｐｅｄｍｏｒｅａｎｄｔｈｅｃｏｎｔｅｎｔｏｆＲＯＳａｎｄＭＤＡｓｈｏｗｅｄｇｒｅａｔｅｒｕｐｗａｒｄｎ℃ｎｄｔｈａｎｔｈａｔｏｆｉｎｏｔｈｅｒｎｅｒｖｅｔｉｓｓｕｅｓ．Ｃｏｎｃｌｕｓｉｏｎｓ】、ＩｔＷａＳｆｏｕｎｄｆｏｒｔｌｌｅｆｉｒｓｔｔｉｍｅｔｈａｔａｃｔｉｖｉｔｙｏｆＧＲｓｈｏｗｅｄａｕｐｗａｒｄｖｅｎｄｉｎｔｈｅｌｏｗｄｏｓｅｇｒｏｕｐｂｕｔ２、ＴｈｅｅｆｆｅｃｔｏｆＡＣＲｆｉｒｓｔｔｉｍｅ．３、Ｔｈｅｔｈｅｄｒｏｐｐｅｄｉｎｔｈｅｍｉｄｄｌｅａｎｄｈｉｇｈｄｏｓｅｇｒｏｕｐ．ｔＯｔｈｅｄｒｏｐｐｉｎｇｏｆＴ－ＡＯＣｉｎｔｈｅｎｅｒｖｅｓｙｓｔｅｍＷａＳｆｏｕｎｄｆｏｒｔ｝ｌｅｍｅｃｈａｎｉｓｍｏｆｎｅｕｒｏｔｏｘｉｃｉｔｙｔｏａｃｔｉｏｎＷａｓａｓｓｏｃｉａｔｅｄｗｉｔｈｔｈｅｅｆｌｅｅｔｏｆａｃｒｙｌａｍｉｄｅｔｈｅａｎｔｉｏｘｉｄａｔｉｏｎ．ｎｌｅｓｃｉａｔｉｃｎｅｒｖｅｗａｓｐｒｏｂａｂｌｙｔｈｅｍａｉｎｔａｒｇｅｔｔｉｓｓｕｅｏｆＡＣＲ．ＫｅｙｗｏｒｄｓＡｃｒｙｌａｍｉｄｅ；Ｎｅｕｒｏｔｏｘｉｃｉｔｙ；Ａｎｔｉｏｘｉｄａｔｉｏｎ；Ｇｌｕｔａｔｈｉｏｎｅ；Ｅｎｚｙｍｅ５ｊ；ｉｌ鲎兰密垒耋．＿．．．．．．．．．．．．．．．．一符号说明ＡＣＲＴ－ＡＯＣＧＲＧＳＨ．ＰＸＭＤＡＲｏＳＳＯＤＧＳＨＡＴＰａｓｅＡＴＰＳＤＨ籼ＮＢＴＤＭＳＯＮＳＥＧＡＰＤＨＰＦＫＳＤＨＣＫＡＫＢ．ＧＮＡＤＨ．ＴＲＬＤＨ丙烯酰胺总抗氧化能力谷胱甘肽还原酶谷胱甘肽过氧化物酶丙二醛活性氧超氧化物歧化酶谷胱甘肽三磷酸腺甘酶三磷酸腺甘琥珀酸脱氢酶黄素腺嘌呤二核苷酸四唑盐二甲基亚砜神经元特异性烯醇化酶３．磷酸甘油醛脱氢酶磷酸果糖激酶琥珀酸脱氢酶肌酸激酶腺苷酸激酶且．葡萄糖醛苷酸酶还原型辅酶Ｉ．四唑还原酶乳酸脱氢酶６丙烯酰胺对大鼠神经组织和血清中抗氧化能力的影响研究生导师前言朱雪涛谢克勤丙烯酰胺（ＡｃｒｙｌａｍｉｄｅＡＣＲ），结构式．：Ｈ’《Ⅵ。“：，是一种５２，１１，絮凝剂，广泛用于建筑，饮水净化，污水处理，石油开采和钻探…。早在二十世纪五十年代就有许多ＡＣＲ中毒的临床病例报道阻“，近十年来，中毒的Ｉ临床病例报道约有３００多例∞１。瑞典科学家２００２年公布的科学研究成果说，包括炸薯条在内的多种油炸淀粉食品中含ＡＣＲ，美国ＦＤＡ检验了７５０种食品后，在２００３年３月的官方网站上公布的最新检验报告中也证实了上述结论。所以ＡＣＲ中毒再度引起了人类的广泛关注。轻度ＡＣＲ中毒主要表现为起病稳袭的感觉运动型多发性神经病，以肢端音叉振动觉及跟腱反射的早期消失为特征：中度中毒者可出现深感觉障碍引起的共济失调：重度中毒者呈亚急性起病，多先出现功能障碍，停止接触数周后小脑症状消退，但逐渐出现感觉运动型多发神经病”４。。为研究ＡＣＲ的中毒机制，范志涛等人…１在病理学方面进行了研究．在光镜下，染毒组小鼠的脊髓，大脑和小脑则出现明显的病理改变，肝脏、脾脏和肾脏广泛性水肿伴有少量出血点。ＳｉｃｋｌｅｓＤＷ、ＵｐｈｏｕｓｅＬＬ等人…州１的研究显示ＡＣＲ通过静脉、腹腔、肌肉、皮肤或经口给动物染毒皆可引起神经系统损害。ＬｅＱｕｅｓｎｅＰＭ、Ａｎｏｎｙｍｏｕｓ等人［１４“１７１认为ＡＣＲ的中毒以周围神经受损害为主要表现。为进一步探讨ＡＣＲ在神经系统的中毒机制，很多学者在ＡＣＲ中毒神经生化方面进了深入研究。ＳａｋａｍｏｔｏＪ和ＨｏｗｌａｎｄＲＤＩ墙＂１对神经元特异性烯醇化酶（ＮｅｕｒｏｎＳｐｅｃｉａｌＥｎｏｌａｓｅ，ＮＳＥ）的研究认为：ＡＣＲ可抑制ＮＳＥ的活性，近而影响糖代谢和神经细胞的分化。对磷酸果糖激酶（ＰＦＫ）的研究［２０１显示：大鼠和猫脑、脊髓和坐骨神经中ＰＦＫ活性没有的改变。针对３一磷酸ｑ－［‘油醛脱氢酶（ＧＡＰＤＨ）的研究旺”未见ＧＡＰＤＨ活性改变。ＡＣＲ还会抑制大鼠小脑、大脑和桥脑中ＳＤＨ的活性，从而抑制ＡＴＰ合成㈣。肌酸激酶和腺苷酸激酶（ＣＫ与ＡＫ）的研究结果［２３１是：体内实验中，大鼠ＡＣＲ中毒后，大鼠脑、脊髓、坐骨神经中ＣＫ活性显著降低，体外实验显示兔和大鼠脑内的ＣＫ和ＰＫ活性同时显著降低，这自然导致降低能量代谢、转运和储存。对８．葡萄糖醛苷酸酶（口－Ｇ）的研究显示，在中枢神经和外周神经ＡＣＲ中毒初期，Ｂ．Ｇ活性明显升高１２４Ｊ：亚急性中毒３－４周时，日．Ｇ活性升高至正常值的２００％Ｂ５ｌ：在中毒症状明显好转时，大鼠０．Ｇ活性趋于正常ｆ２６】。ＳｉｃｋｌｅｓＤＷ［２７１发现ＡＣＲ中毒后还原型辅酶Ｉ．四哗还原酶（ＮＡＤＨ．ＴＲ）在脑组织中的活性受到抑制，有可能会抑制氧化代谢和能量转化。通过ＡＣＲ中毒后各种酶在神经组织中的变化．学者们希望发现神经组织中ＡＣＲ中毒机理。除了对各种酶进行研究，ＴｓｕｋｉｔａＳ和ＭｉｌｌｅｒＭＳ［２８。２９１还对轴浆运输的变化进行了研究，认为轴浆变化可能是ＡＣＲ中毒的原因。ＳｏｕｙｒｉＦ［３０ｌ通过对氨基酸和蛋白质代谢的研究认为部分氨基酸的变化与ＡＣＲ中毒有关。ＤｉｘｉｔＲ、Ａｌｉ．ＳＦ和Ｕｐｈｏｕｓｅ乙Ｌ等人对中枢神经介质进行研究的结果是，ＡＣＲ中毒后去甲肾上腺素和多巴胺均见下降１３”。海马内５－羟基吲哚乙酸增加，５一羟色胺的分解加速。前额前区甲硫．脑啡呔增多。还有人认为神经组织中钙稳态失调是ＡＣＲ毒作用的一个重要方面【３２】。虽然对ＡＣＲ中毒机制进行了数十年的研究，但其确切的机制依然不清楚，甚至于是ＡＣＲ本身还是ＡＣＲ的代谢物导致神经病也没有彻底研究清楚，对酶诱导荆和抑制剂的研究结果也相互矛盾【３３Ｉ。在以往的研究中，有学者发现ＡＣＲ对小鼠的个别抗氧化能力指标有一定影响ｐ…，但未对抗氧化能力在ＡＣＲ中毒机制中的作用进行全面深入的探讨，所以，在本次研究中，我们选定了动物体内最主要的几种与抗氧化作用相关的酶及化合物：ＧＲ、ＧＳＨ—ＰＸ、丙二醛（ＭＤＡ）、ＲＯＳ、ＳＯＤ、ＧＳＨ、ＡＴＰａｓｅ、ＳＤＨ以及Ｔ－ＡＯＣ并测定它们的变化。希望能发现中毒性神经病的发病机制与机体中抗氧化能力的关系。为进一步预防和治疗ＡＣＲ引起的中毒性神经病的提供帮助。ＡＣＲ，由ｓｉｇｍａ公司生产；考马斯亮兰蛋白测定试剂盒，丙二醛（ＭＤＡ）测定试剂盒，组织中ＧＲ测试盒，ＳＯＤ测试试剂盒，Ｒ０Ｓ测定试剂盒，Ｔ－ＡＯＣ的测定试剂盒，ＧＳＨ－ＰＸ活力测试试剂盒，ＧＳＨ测试试剂盒，又南京建成生物工程研究所生产；其它试剂均为国产或进口分析纯试剂。二、主要仪器及设备多功能冷冻水平离心机８６Ｃ型超低温冰箱ＵＶ－１２０．０２紫外／可见分光光度计德国ＨｅｒａｅｕＢｉｏｆｕｇｅＳｔｒａｔｏｓ美国ＦｏｒｍａＳｃｉｅｎｃｅＩｎｃ日本岛津公司日本ＯＩＹＭＰＵＳ公司０ｎＭＰＵＳＩＸ７０倒置显微镜ＳＷ－ＣＪ．ＩＦ净化工作台超净纯化水机旋涡混合器ＱＬ．９０１磁力搅拌器匀浆器电子天平苏州苏净集团江苏海门市上海上海上海天平仪器厂上海申安医疗器械厂座式自动电热压力蒸汽灭菌器电热鼓风干燥箱移液器秒表三．动物处理天津市实验仪器厂德国Ｅｐｐｅｎｄｏｒｆ公司上海秒表厂健康Ｗｉｓｔａｒ大鼠，雄性成年大鼠２０只，体重１８８．２２９９，雌性成年大鼠２０只，体重１８３－２２１９，饲养７天后，随机分为４组，每组雌雄各５只，腹腔注射染毒，１０ｍｇ／ｋｇ（低剂量组），２０ｍｇ／ｋｇ（中剂量组）４０ｍｇ／ｋｇ（高剂量组）ＡＣＲ处理组和对照组ａ对照组不注射生理盐水，处理组隔天注射ＡＣＲ，连续１个月。饲料由山东大学动物中心提供。自由进食、饮水，室温２２±２℃，湿度５０±】０％。三个月后，断头处死太鼠，在冷环境下迅速取出脑、脊髓和坐骨神经，迅速投０ｉ：茎耋生生苫．．．．．．．．．．．．．．．．一入液氯中，．７０＂Ｃ保存备用。二、测试指标（一）体重：分别记录动物染毒前、后体重变化情况，每一周依次。（二）神经组织和血清中抗氧化能力指标的测定：ＧＲ，ＳＯＤ，Ｔ—ＡＯＣ，ＧＳＨ，活性氧，ＧＳＨ—ＰＸ。测定丙二醛（ＭＤＡ），（三）组织切片：使用自动显微处理系统测试染色后冰冻切片中ＡＴＰａｓｅ和ＳＤＨ含量。五、脑、脊髓和坐骨神经匀浆的制备（一）脑和脊髓的制备１、取组织块（０．２９～ｌｇ）最少可到２～５ｍｇ在冰冷的生理盐水中漂洗，除去血液，滤纸拭干，称重，放入５或１０ｍｌ的小烧杯内。２、用移液管量取预冷的Ｏ．８６％冷生理盐水，生理盐水的体积总量应该是组织块重量的９倍，用移液管或移液器取总量的２／３的或生理盐水于烧杯中，用眼科小剪尽快剪碎组织块（天热时操作要在冰水浴中进行，将盛有组织的小烧杯放入冰水中）。３．机器匀浆：用内切式组织匀浆机制备（匀浆时间１０秒，次，间隙３０秒，连续３～５次，在冰水中进行）。４、将制备好的ｌＯ％匀浆用普通离心机或低温低速离心机３０００ｒ／ｒａｉｎ左右离心１０～１５分钟，将离心好的匀浆留上清弃下面沉淀。根据实验需要，取适量上清液进行各种测定。（二）坐骨神经组织匀浆１．取双侧坐骨神经组织，称重，剪碎，放入陶瓷研钵，加适量液氮使坐骨神经速冻，用研棒将速冻的坐骨神经研成蛋白粉末。２．将坐骨神经粉末移入玻璃匀浆器，按１：４（组织重量与冷生理盐水体积比）比例加入冷生理盐水，匀浆器放在冰浴中，以２０００转／分转速上下匀浆２０次，１０当蛮查兰鎏圭兰垒鎏兰然后吸至１０ｍｌ离心管中。３．冰浴放置３０分钟。４．４＂Ｃ一４０００转／分离心３０分钟。５．小心吸出上清，按实验需要分装放入Ｅｐｐｅｎｄｏｒｆ管中，一７０＂Ｃ储存备用。（三）、血清的分离１．大鼠断头时，用离心管接取约８ｍｌ全血。２．室温放置２０分钟。３．４℃２０００转／分离心１０分钟。４．小心吸出上层血清，按实验需要分装放入Ｅｐｐｅｎｄｏｒｆ管中，一７０１２储存备用。六．考马斯亮兰蛋自测定一、试剂及配制：（１００Ｔ）１、考马斯亮兰ＧＢＢＧ２５０贮备液：６０ｍｌ×１瓶。临用时按所需量用蒸馏水ｌ：４稀释（即５倍稀释），配成应用液。２、蛋白标准１瓶：５６９／Ｌ。用时以生理盐水稀释成１．３ｍｇｌｍｌ以下的浓度。蛋白标准需另购货。二、操作表：空白管标准管测定管蒸馏水（ｍ１）１ｍｇ／ｍｌ左右的标准液（ｍ１）样品（ｍ１）ＧＢＢ０２ｓ０显色剂（ｍ１）０．０５０．０５Ｏ，０５３．０３．Ｏ３．Ｏ混匀，静置１０分钟，于５９５ｎｍ处，ｌｃｍ光径，空白管调零。测各管吸光度（如果样本量很少，可以将样本、标准及试剂均减半量）。四、计算：计算公式：蛋白含量测定管吸光度（ｇ／Ｌ）标准管吸光度七．丙二醛（ＭＤＡ）测定×标准管浓度Ｑ／Ｌ）ｊ；ｊｉｌ一、ｌｏｏ人份试剂盒组成与配制：ｊ耋墼奎已．．．．．．．．．．．．．．．．．．一（１）、试剂一：液体１２ｍｉＸｌ瓶，室温保存。（天冷时会凝固，每次测试前适当水浴加温以加速溶解，直至透明方可应用）。（２）、试剂二：液体６ｍｌＸ２瓶，用时每瓶加１７０ｍｌ双蒸水混匀（注意不要碰到皮肤上）。（３）、试剂三：粉剂×１支，用时将粉剂加入到９０＂Ｃ－１００＂Ｃ的热双蒸气６０ｍｌ中，（在溶解过程中可适当加热），充分溶解后用双蒸水补足至６０ｍｌ再加冰醋酸６０ｍｌ，混匀，配好的试剂避光冷藏。（冰醋酸自备注）（４）标准品：ＩＯｎｍｏｌ／ｍｌ四乙氧基丙烷５ｍｌ×ｌ瓶。（测试盒冷藏至少可保存一年）。二、规范操作方法：１、操作表标准管１０ｎ标准空白管测定管测定空白管”ｍｏＹｍｌ标准品（ｍ１）无水乙醇（ｍ１）测试样品（ｍ１）试剂一（ｍ１）ａ＋ａ●ａ●ａ●ａ●ａ●ａ●ａ★混匀（摇动几下试管架）试剂二（ｍ１）３ｌ３ｌ３１３试剂三（ｍ１）ｌ５０％ｖＪ（醋酸（ｍ１）ｌ旋涡混匀器混匀，试管口用保鲜薄膜扎紧，用针头刺一小孔，９５℃水浴（或用锅开盏煮沸）４０分钟，取出后流水冷却，然后３５００－－４０００转／分，离心１０分钟，（３０００转／分以下离心时间需延长，目的使沉淀完全）。取上清¨・，５３２ｎｍ处，ｌｃｍ光径，蒸馏水调零，测各管吸光度值。ａ・表示所取的样品量、标准品量、无水乙醇的量、试剂一的量，四者均相等。例如样品取０．１ｍｌ则标准品、无水乙醇、试剂一也取Ｏ．１ｍｌ，若样品取０．２ｍｌ则标准品、无水乙醇及试剂一也取Ｏ．２ｍｌ。因吸光度与加样量呈正比曲线，因而结果不受影响。当蛮奎耋坚主主磐鎏銮”一般情况下。标准管、标准空白管及测定空白管每批只需做ｌ￣２只・若测定管中蛋白量不是太高，则测定空白管可以不测。用标准空白管来代替测定空白管。一一样本铡试前×・”吸取上清比色时最好用移液器吸取上清加入比色皿中，尽量避免倾倒，以免沉淀进入比色皿，影响吸光度。２、计算公式（１）血清（浆）中ＭＤＡ含量计算公式血清（浆）中ＭＤＡ含量（ｎｍｏｌ／ｍＩ）测定管吸光度一测定空白管吸光度×标准品浓度（１０ｎｍｏｌ／ｍ１）标准管吸光度—标准空白管吸光度稀释倍数（２）组织中ＩＶＩＤＡ含量计算公式：组织中ＭＤＡ古量（ｎｍｏｌ／ｍｇｐｒｏｔ）＋测定管吸光度．测定空白管吸光度×标准品浓度（１０ｎｍｏｌ／ｍ１）蛋白含量（ｍｇｐｒｏｔ／ｍ１）标准管吸光度．标准空白管吸光度八．组织中ＧＲ测试盒一、试剂组成：ｌ、试剂一：激活剂１００ｍｌＸ１瓶，４＂Ｃ～８＂Ｃ保存。２、试剂二：缓冲液２ｍｌｘ１支，４＂Ｃ～８＂Ｃ保存。３、试剂三：粉荆×４支，用时每支加蒸馏水至１ｍｌ充分溶解后备用，４＂Ｃ～８℃保存。４、试剂四：粉剂×２支，用时每支加蒸馏水至ｌｍｌ充分溶解后备用，．２０＂Ｃ下保存。二、组织匀浆中ＧＲ活力的测定：１、１０％组织匀浆的制备：（见第五条）。２、混合６试剂配制：试剂二：试剂三：试剂四＝３０：６０：３０３、将所需测试的管子编号后，每管加激活剂２ｍｌ，３７＂Ｃ水浴预温。４、逐管加入组织匀浆２０“ｌ，３７＂Ｃ水浴预温１０分钟。５、再加混合试剂１２０１．ｔｌ，每次只能加一管，然后混匀，倒入预温的石英比色皿中，３４０ｎｍ处比色，记录初始吸光度ＡＩ值。比色后迅速将比色皿连同反应液一】３省蛮盔主璺圭耋堡垒銮起放入３７＂Ｃ水浴，准确反应２０分钟。迅速取出比色皿并擦干，２４０ｒｉｍ处比色，记录反应２０分钟后的吸光度Ａ２值。三、组织匀浆中ＧＲ活力单位的计算：１、组织匀浆中ＧＲ活力单位的定义：每克组织蛋白每分钟使反应体系中底物ＮＡＤＰＨ的浓度改变ｌｍＭ所需的酶量为一个酶活力单位。２、计算公式：ＧＲ（Ｕ／９０ｒｏｔ）＝——÷反应时间¨ｘ——÷Ｘ（Ａｌ－Ａ２）１测试样本中蛋白古量样本测试前稀释倍数¨’６．２２＋×比色光径取样量（ｇｏｒｏｔｔｍＤ｝６．２２为ｌｍＭＮＡＤＰＨ在３４０ｎｍ波长的消光系数。｝十反应时间为２０分钟。九．ＳＯＤ测试一、试剂的组成与配制：（－－）１００Ｔ试剂盒的组成与配制：１、试剂一：液体１０ｍｌ×２瓶（天冷时或放冰箱会有部分结晶析出，需热水浴溶解后再用），用时每瓶加蒸馏水稀释至１００ｍｌ。２、试剂二：液体７ｍｌＸ２瓶，４℃～１０＂Ｃ保存。３、试剂三：液体７ｍｌ×２瓶，４＂Ｃ一１０＂Ｃ保存。４、试剂四：液体ｏ．５ｍｌ×２支，４＇１２保存，不可冷冻；４号稀释液７ｍｌ＞（２瓶，４＂Ｃ保存，用时二者按１：１４稀释，可以一次稀释，也可以分次稀释。配好的４号试剂４℃保存，不可冷冻。配好后可保存２，－－３个月。注：所用吸嘴必然为专用且消毒处理过。５、试剂五：粉剂ｘ１支，用时加７０＂１２～８０＂Ｃ热双蒸水１５０ｍｌ溶解后备用，若加热过程中水分蒸发减少，此时必须用蒸馏水补充至１５０ｒａｌ，配好后的试齐Ｊ避光４℃冷藏。６、试剂六：粉剂×１支，用时加蒸馏水１５０ｍｌ溶解后各用。配好后的试剂避４当玺奎兰璺圭兰簦兰銮一光４℃冷藏保存。显色剂的配制：按照５号试荆：６号试剂：冰乙酸＝３：３：２的体积比配成显色荆，４＂ｃ避光冷藏。７、另附加ＳＤＳ及ＫＣＩ各一支，用时各加７０＂Ｃ～８０℃热蒸馏水１２ｍｌ，充分溶解，ＳＤＳ溶液在天冷时或放冰箱会凝固，每次测试前必须在水浴中加热溶解为透明状方可使用。此二样试剂是在没有ＫＣＮ的单位作ＣｕＺｎ－ＳＯＤ测定时用，具体用法见ＣｕＺｎ．ＳＯＤ测定操作表。二、操作方法：（一）总ＳＯＤ（Ｔ．ＳＯＤ）活力的测定试剂测定管对照管试剂一（ｍ１）１．Ｏ１．Ｏ样品（ｍ１）ａ●蒸馏水（ｍ１）０．５＋＋０．５＋＋＋矿试剂二（ｍ１）０．１０．１试剂三（ｍ１）０．１Ｏ．１试剂四（ｍ１）０．１Ｏ．１用旋涡混匀器充分混匀，置３７℃恒温水浴４０分钟ｌ显色剂（ｍ１）ｌ２ｌ２ｌ混匀，室温放置１０分钟，于波长５５０ｎｍ处，ｌｃｍ光径比色杯，蒸馏水调零，比色。注１：ａ＋代表样本取样量和双蒸水取样量；＋＋若您光测总ＳＯＤ而不测铜锌ＳＯＤ及锰ＳＯＤ则Ｏ．５ｍｌ蒸馏水可以不加。注２：红细胞中只有ＣｕＺｕ．ＳＯＤ，测红细胞中ＳＯＤ可以参照Ｔ－ＳＯＤ活力的测定。注３：最佳取样量因样品种类不同，其ＳＯＤ活力不一。根据酶的大师傅发抑制率与酶的活力呈抛物线关系，各种测定样品取样量不一样，在每测定一种新的样品前最好选择一个最佳取样量。如果您第一次使用本试剂盒测试某一种新的样品时最好先做三只不同取样量的测试管。例如想测ｌ％脑组织匀浆，取样量分别为ｌＯｕｌ、３０ｕＪ、５０ｕｌ、然后计算（对照管吸光度．测定管吸光度）÷对照管吸光度的结果应该在Ｏ．１５－－．０．５５之间，即百分抑制率在１５～５５％２＿ｆ．ｑ，然后取百分抑制率当：ｉｉ：：ｉ哩圭ｉ窑１２兰－－．．．．．．．．．．．．．．一在４８％。５０％左右的一管作为最佳取样量，若百分抑制率大于６０％时，则需将样品浓度稀释或减少取样量后再测试，若百分抑制率小于２０％时，则需将样品量加大后测试。三、计算：（一）测血清中ＳＯＤ总量，取血清３０ｕｌ，测得对照管吸光度为Ｏ．４６５，测定管吸光度为Ｏ．２９８。将数据代入计算公式：Ｔ－ＳＯＤ活力（Ｕ／ｍ１）÷５０％×——－卸，２Ｕ／ｍｌ（活力单位，毫升）３．８３（反应液总量）Ｏ．０３（所取样品量）反应液总体积取样量（ｍ１）组织中蛋白含量（ｍｇｐｒｏ＇ｄｍｌ）（二）组织匀浆中ＳＯＤ活力计算：ｌ、定义：每毫克组织蛋白在ｌｍｌ反应液中ＳｏＤ抑制率达５０％时所对应的ＳＯＤ量为～个ＳＯＤ活力单位（Ｕ）。２、计算公式：组织匀浆中ＳＯＤ活力（Ｕ／ｍｇｐｒｏｔ）对照管吸光度－测定管吸光度对照管吸光度十、活性氧测定一、试剂组成与配制：（５０Ｔ）ｌ、试剂一：３％Ｈ２０２标准品贮备液５ｍｌＸ１支，４＇Ｃ保存。Ｏ．０３％标准品应用液的配制：贮备液：蒸馏水＝１：９９现用现配。２、试剂二：底物贮备液１０ｍｌ×１支，４℃保存。①若您的样本为抑制自由基，即测定管吸光度比对照管吸光度低，则底物应用液的配制：底物贮备液：蒸馏水＝１：１００稀释，现用现配。②若您的样本为产生自由基，即测定管吸光度比对照吸光度高，则底物应用液的配制：底物贮备液：蒸溜水＝ｌ：３００稀释，现用现配。３、试剂－－：甲液贮备液２ｍｌ×１支，用时加蒸馏水ｌ：９稀释成应用夜。乙液７ｍ１×２支。甲乙混合液的配制；甲液应用液与乙液等比例稀释，用多少配多少，余下４℃保存。４、试剂四：液体１０ｍｉｘ１瓶．用时加蒸馏水稀释至１００ｍｌ。４＂Ｃ保存。５、试剂五：液体３０ｍｌ×ｌ瓶，避光４＂Ｃ冰箱保存。６当奎查兰堡圭兰堡垒銮６、试剂六：液体３０ｒａｌ×ｌ瓶，避光４℃冰箱保存。７、试剂七：冰乙酸一对照管０．２显色剂的配制：试剂四：试剂五：试剂六：冰乙酸＝８：３：３：２，需多少配多少，现用现配。二、操作：以上配制好的应用液，先在３７＂Ｃ水浴中预温３分钟，以下操作在３７＂（２水浴中进行标准空白管蒸馏水（ｍ１）０．４标准管Ｏ．２０．２测定管Ｏ．０３％Ｈ２０２标准应用液（ｍ１）试剂二（底物应用液）（ｍ１）样本’（ｍ１）Ｏ．２Ｏ．２Ｏ．２试剂三（ｍ１）Ｏ．４０．４０．４０．４混匀，３７＂Ｃ反应１分钟（准确以秒表计时）．从加完试剂三开始到一分钟结束，立ＩＰ：ＩＩ入显色剂终止反应，一次只能做一只管子。混匀，室温放置２０分钟后，１ｃｍ光径，５５０ｒａｎ，蒸馏水调零，测各管吸光度值。＋：血清（浆）样本用生理盐水２０倍稀释后取Ｏ．２ｍｌ作检测：Ｏ．５％组织样本，取Ｏ．２ｍｌ检测三、计算及举例：（一）血清（浆）中抗活性氧单位的计算１、定义：规定每毫升血清（浆）在３７。Ｃ下反应１分钟，使反应体系中１４２０２浓度降低ｌｎｕｎｏｌ／Ｌ为一个抗活性氧单位。２、公式：对照管吸光度．测定管吸光度×标准管浓度８．８２４ｍｍｏｌ／Ｌ标准管吸光度一空白管吸光度×——×样本测试前的稀释倍数１ｍｌ取样量（二）组织中抗活性氧单位的计算ｉ；ｊ：奎垒苎二．．．．．．．．．．．．．．．一÷（蛋白毫克数／ｍｌ×取样量）１、定义：规定每毫克组织蛋白在３７℃下反应１分钟，使反应体系中Ｈ２０２的浓度降低ｌｍｍｏｌ／Ｌ为一个抗活性氧单位。２、公式对照管吸光度．测定管吸光度×标准管浓度８．８２４ｍｍｏｌ／Ｌ标准管吸光度－空白管吸光度十一、ＧＳＨ—ＰＸ活力测试一、测试盒组成和配制：（５０Ｔ）１、试剂一：贮备液１０ｍｌ×１瓶，４＂０保存（３个月）。用时取ｌｍｌ加蒸馏水至１００ｍｌ配成应用液。现用现配。２、试剂二：粉剂×１瓶，用时加９０～１００℃的热蒸馏水至２１０ｍｌ，充分完全溶解，此为过饱和溶液。用滤纸过滤，室温保存。如有结晶，则先加热使其充分溶解后再用。３、试剂三：粉剂×ｌ瓶，用时加蒸馏水２００ｍｌ溶解，室温保存。４、试剂四：粉剂×１支，用时加蒸馏水５０ｍｌ溶解，避光４＇０保存。５、试剂五：粉剂×４支，用时每支加蒸馏水１０ｍｌ溶解，避光冷藏可保存五天。６、试剂六：ＧＳＨ标准品粉剂６．１４ｍｇＸ６支。７、试剂七：ＧＳＨ标准品溶剂贮备液１０ｍｌｘ２瓶，冰箱冷藏保存，测试前按：贮备液：双蒸水＝１：９稀释，配成标准品溶剂应用液，按所需量现用现配。Ｉｍｍｏｌ／ＬＧＳＨ溶液的配制：ＧＳＨ的分子量为３０７，每次测定前将１支６．１４ｍｇ的ＧＳＨ标准品粉剂加到ＧＳＨ标准品的溶剂应用液中，定容至２０ｍｌ即为ｌｍｍｏｌ／Ｌ的ＧＳＨ溶液，现用现配。１００ｕｍｏｌ／ＬＧＳＨ溶液的配制：取Ｉｍｍｏｌ／ＬＧＳＨ溶液２ｍｌ加ＧＳＨ溶剂应用液１８ｍｌ定容至２０ｍｌ，作标准曲线用，若不做标准曲线可以不配。２０ｕｍｏＬＬ的ＧＳＨ标准溶液的配制：取Ｉｍｍｏｌ／ＬＧＳＨ溶液０．２ｍｌ加２号试剂定容至１０ｍｌ，即为２０肛ｍｏｌ／Ｌ的ＧＳＨ标准溶液。二、组织或线粒体中ＧＳＨ．ＰＸ：１、组织匀浆及线粒体的制各见实验方法学。２、操作步骤：当銮盔主堡圭耋垒鎏兰酶促反应：非酶管・（对照管）ｌｍｍｏｌ几ＧＳＨ（ｍ１）０．２酶管（测试管）Ｏ．２Ｏ．２．一２样本“（ｍ１）３７１２水浴预温５分钟３７＂（２水浴准确反应３分钟ｌＩｉ式Ｎ－－－－（ｍＩ）２０．２ｌ样本（ｍ１）混匀，３５００－－－４０００转／分，离心１０分钟，取上清２ｍｌ作显色反应。显色反应空白管标准管非酶管（对照管）酶管（测定管）试剂二（ｍ１）２０ｕ２ｍｏｌ／ＬＧＳＨ标准液（ｍ１）上清液（ｍ１）试剂三（ｍ１）试剂四（ｍ１）试剂五（ｍ１）２０．５Ｏ．１２２２０．５０．１２２０．５Ｏ．１２０．５０．１混匀，室温静置１５分钟后，４１２ｎｍ处，ｌｃｍ光径比色杯，蒸馏水调零，沿各管ＯＤ值。注＋：一般空白管、标准管、非酶管只需做１之只，特别精细的实验，每个样本均需做对照管。３、组织中ＧＳＨ—ＰＸ活力的计算（１）定义：规定为每毫克蛋白质，每分钟扣除非酶反应的作用，使反应体系中ＧＳＨ浓度降低１１－１ｍｏｌ／Ｌ为一个酶活力单位。注：组织蛋白的测定：参照本研究所提供的实验方法学中的双缩脲法、考马斯亮兰法、紫外法及磺基水杨酸法测出所取样本中的蛋白毫克数。（２）公式：非酶管ＯＤ值・酶管ＯＤ值×标准管浓度２０ｕｍｏｌ／Ｌ×稀释倍数５＊－－蛋白含量÷反应时间当奎ｊ；ｉ标准管ＯＤ值．空白管ＯＤ值十二、Ｔ－ＡＯＣ的测定一、测试盒组成与配制：（５０Ｔ）ｉｌ圭ｉ竖ｌｉ：；．一测定管１．ＯＡ２．０Ｏ．５２．Ｏ０．５１．ＯＯ．１ａ●１、试剂一：液体６０ｍｌＸ瓶，４＂Ｃ保存。２、试剂二：粉剂Ｘ２支，用时每支加双蒸水至１２０ｍｌ，室温保存。３、试剂三：黄色贮备液５ｍｌｘ２支，避光冷藏保存。贮备液的稀释液３０ｍｌ×２瓶。３号应用液的配制：临用前取贮备液以稀释液稀释，比例为１：１９。４、试剂四：溶液６ｍｌ×４瓶。５、试剂一：溶液６ｍｌＸ４瓶，室温保存（天冷时会凝固，每次测试前适当加温以加速溶解，直到透明方可使用）。二、操作：Ｉ、操作步骤：对照管１号试剂（ｍ１）样品（ｍＩ）２号试剂（ｍ１）３号试剂应用液（Ｉｎｊ）旋涡混匀器充分混匀，３７℃水浴３０分钟Ｉ４号试剂（ｍ１）Ｏ．１ｌ样品（１１１１）处测各管吸光度。旋涡混匀器充分混匀，室温放置ｌＯ分钟，蒸馏水调零，ｌｅｎａ光径。５２０ｒｉｍａ・：可加蒸馏水也可加样品，您的样本很珍贵、量又很少时可以用蒸馏水代替样本。参考取样量：血清（血浆）为Ｏ．１ｍｌ。２、血清（浆）中Ｔ－ＡＯＣ的计算与举例：（Ｉ）定义：在３７＂Ｃ时，每分钟每毫升血清（浆）使反应体系的吸光度（ＯＤ）值每增加Ｏ．０５时，为一个总抗氧化能力单位。（２）公式：当蛮查主堡圭兰簦兰苎总抗氧化能力＝ＥｇｇＯＤ＋０．０１÷３０×稀释倍数（单位俸升血滑）测定管ＯＤ．对照管ＯＤ÷３０×一Ｘ样品测试前稀释倍数反应液总体积ｍｌＯ．０ｌ取样量ｍｌ注１：ａ・为加样量１０％组织匀浆参考取样量：Ｏ．１．－．０．２ｍｌ注２：因每个组织样本总抗氧化能力和蛋白含量差异较大。故每个对照管都必须加样本。３、组织匀浆中总抗氧化能力计算与举例：（１）定义：在３７＂Ｃ时，每分钟每毫克组织蛋白，使反应体系的吸光度（ＯＤ）值，每增加Ｏ．Ｏｌ时，为一个总抗氧化能力单位。（２）公式：——＝所测得ＯＤ－０．０１÷３０ｘ稀释倍数÷所测样本蛋白含量总抗氧化能力（单位，毫克蛋白）测定管０１３－对照管ＯＤ００１反应液总体积ｍｌ取样量ｍｌ样品测试前稀释倍数所测样本蛋白含量十三、血清中ＧＲ测试盒一、试剂组成；１、试剂一：激活剂１００ｍｌＸ１瓶，４＂Ｃ～８℃保存。２、试剂二：缓冲液２ｍｌＸ１支，４℃～８＂Ｃ保存。３、试剂三：粉剂Ｘ４支，用时每支加蒸馏水至ｌｍｌ充分溶解后备用，４＂０～８℃保存。４、试剂四：粉剂×２支，用时每支加蒸馏水至ｌｍｌ充分溶解后备用，－２０＂Ｃ下保存。二、血清中ＧＲ活力的测定：１、混合６试剂配制：试剂二：试剂三：试剂四＝３０：６０：３０２、将所需测试的管予编号后，每管加激活剂２ｍｌ，３７＂Ｃ水浴预温。４、逐管加入血清５０ｐ１，３７＂Ｃ水浴预温１０分钟。５、再加混合试剂１２０ｕ１，每次只能加一管，然后混匀，倒入预温的石英比色２１＿－－＿－＿ｌ＿－－＿Ｉ＿●－＿＿＿－ｌ＿＿－－＿＿－＿●－●＿＿－＿＿－。’————————————————————一一生銮态主鎏圭兰堡氅銮．．．．．．．．．．．．．一皿中，３４０ｎｍ处比色，记录初始吸光度Ａｌ值。比色后迅速将比色皿连同反应液一起放入３７。Ｃｚｋ，浴．准确反应２０分钟。迅速取出比色皿并擦干，２４０ｒｉｍ处比色，记录反应２０分钟后的吸光度Ａ２值。三、血清中ＧＲ活力单位的计算：ｌ、血清中ＧＲ活力单位的定义：每毫升血清每分钟使反应体系中底物ＮＡＤＰＨ的浓度改变ｌｍＭ所需的酶量为一个酶活力单位。２、计算公式ＧＲ（Ｕ／Ｌ）：（ＡＩ・Ａ２）×——÷反应时间¨×——×１０００样本测试前稀释倍数¨・６．２２＊ｘ比色光径取样量｝６．２２为ｌｍｂｌＮＡＤＰＨ在３４０ｒ邶波长的消光系数。｝｝反应时间为２０分钟。料｝稀释倍数为ｌ。十四、ＧＳＨ测定一、试剂组成与配制（５０Ｔ）１、试剂一：液体６ｍｌ×ｌ瓶，室温保存（天冷时会凝固，每次测试前适当加温以加速溶解，直至透明方可应用）。２、试剂二：粉剂×１支，用时加双蒸气到２００ｒａｌ（４℃～８＂Ｃ保存期一年以上）。３、试剂三：粉剂×１支，用时加双蒸气至５０ｒａｌ（４℃避光保存６个月）。４、ＧＳＨ标准品：粉剂Ｘ６支，每支６．１４ｒａｇ，用双蒸水配置（４℃保存２４小时）。０．５ｍｍｏｌ／ＬＧＳＨ标准溶液的配制：取ＧＳＨ标准品１支加入到４０ｒａｌ双蒸水中，充分混匀，现用现配。二、操作步骤ｌ、显色反应：空白管标准管测定管测定空白管Ｏ．５双蒸气（ｍ１）Ｏ．５ｍｍｏｌ／ＬＧＳＨ标准品Ｏ．０３０．０３（ｎｉｌ）山东大学硕士学位论文样本＋（ｍ１）试剂一（ｍ１）试剂二（ｍ１）试剂三（ｍ１）Ｏ．０３ｌ０．５０．０３ｌ０．５Ｏ．０３０．０３Ｏ．０３０．０３ｌ１０．５混匀，室温静置５分钟后，于４１２ｒｉｍ处，０．５ｅｒａ光径比色杯，蒸馏水调零，测各管ＯＤ值。・样本说明：血清直接取样：肝素抗凝全血需制成１：９９溶血液：组织为１０％组织匀浆。“空白管、标准管每批只需做１～２只，测定空白管需每例样本均做。２、计算公式：（１）１：９９溶血液中ＧＳＨ的计算计算公式：溶血液中ＧＳＨ测定管ＯＤ值．测定管空白管ＯＤ值×标准管浓度×ＧＳＨ分子量×溶血液稀释倍：（ｍｇ，ｍＪ全血）标准管ＯＤ值．空白管ＯＤ值（０．５ｍｍｏｌ／Ｌ）（３０７）３、１０％组织匀浆中ＧＳＨ的计算计算公式：组织匀浆中ＧＳＨ（ｍｇ／ｇｐｒｏｔ）测定管ＯＤ值・测定管空白管ＯＤ值标准管浓度×。——————————————————————一×标准管ＯＤ值・空白管ＯＤ值ＧＳＨ分子量÷所取纽虽（０．５ｍｍｏＦＬ）（３０７）十五、－－ｇ，酸腺苷酶（ＡＴＰａｓｅ）测定Ｍ９２＋激活的三磷酸腺苷酶铅法，此法主要显示质膜三磷酸腺苷酶（ＡＴＰａＳｅ），线粒体ＡＴＰａｓｅ经固定后不能显色。一、原理：ＡＴＰａｓｅ水解磷酸之间的高能键，释放大量能量，释放出来的磷酸离子被铅离子捕获，通过形成硫化铅沉淀显色。二、孵育液的配制：三磷酸腺苷钠盐Ｏ．２Ｍ２００ｍｇ１６ｍ１Ｔｒｉｓ一盐酸缓冲液（ＰＨ７．２）２％Ｐｂ（Ｎ０３）２２．４ｍｌ当銮查主鎏圭兰丝鳖銮Ｏ．１ＭｍｇＳ０４４ｍｌ蒸馏水１７．６ｍｌ配制时ＰＢ（Ｎ０３）２逐滴加入，并随时搅拌，使充分混合至淡乳白色。三、方法与步骤：１、冰冻切片１０ｕｍ；２、冷１０％液固定１０分钟：３、蒸馏水冲洗２分钟：４、入孵育液，恒温３７，孵育３０－－－６０分钟；５、蒸馏水洗２分钟；６、入１％硫化胺１分钟：７、流水洗，甘油明胶封固。四、结果：酶活性处里综黑色硫化铅沉淀。五、对照：除去底物。十六、ＳＤＨＳＤＨ位于线粒体定位于胞质。一、原理：琥珀酸被琥珀酸脱氢酶氧化为延胡索酸，脱下的旷通过中间Ｈ受体黄素腺嘌呤二核苷酸（ＦＡＤ）把四唑盐（ＮＢＴ）还原为二甲腊（蓝紫色）。二、试剂配制：四唑盐２０ｒａｇ溶于二甲基亚砜１０ｍｌ、０．１Ｍ琥珀酸钠１０ｍｌ、Ｏ．１Ｍ磷酸缓冲液（ｐＨ７．６）１０ｍｌ。三、步骤：ｌ、取材：大鼠脑、脊髓组织。２、冰冻切片：冰冻切片脑、脊髓组织３０．－．－４０ＩＩｍ。３、孵育：不同组织所需时间不同．如：心肌２５＂１２１５分钟，肝脏２５＂Ｃ２５分钟，大脑、脊髓２５１２４０分钟。４、清洗：蒸馏水清洗２次，每次３分钟。５、脱水：８０％酒精５分钟．６、封片：甘油明胶封片。四、结果：蓝紫色沉淀表示酶活性部位。对照免去底物或在作用液中加入丙２４山东大学硕士学位论文二酸钠。五、评价：在反应液中加入二甲亚砜（ＤＭｓＯ）以促进底物向线粒体迅速扩散，可促进反应均一化，增强甲腊反应效果。但可能出现了甲腊反应产物溶解现象。十七、图像与统计分析酶组织化学结果用ＯＬＹＭＰＵＳＩＸ７０倒置显微镜下观察，ＫＯＤＡＫ数码相机拍照记录。Ｉｍａｇｅ—ＰｒｏＰｌｕｓ分析软件分析记录图片的总积分光密度（ＩＯＤ）值。显微图象和抗氧化实验数据用方差分析进行两两比较，Ｐ＜Ｏ．０５被认为有统计学意义。—－—－一：：耋．盔茎：叠：：主２：兰；：实验结果一、ＡＣＲ对成年大鼠毒性的外观表现在本次实验中，１０ｍｇ／ｋｇ（低剂量）组在整个实验过程中与阴性对照组无显著差异。２０ｍｇ／ｋｇ（中剂量）组第４周，少数大鼠出现后肢无力、拖拉，不爱活动，不活泼等症状。‘ｌ｜０ｍｇ／ｋｇ（高剂量）组第３周，部分大鼠开始出现走路摇摆，后肢无力、拖拉，动物不爱活动，不活泼，皮毛开始不光滑，第４周时，有的大鼠走路时足背着地，大多后肢瘫痪。二、ＡＣＲ对成年大鼠体重的改变ＡＣＲ中毒后，可以观察到大鼠体重与对照组相比有所减轻。第一周各刑量组大鼠体重无明显变化，第二、三、四周可以观察到高剂量组大鼠体重与对照组相比有所喊轻，与对照组相比不存在显著差异（Ｐ＞０．０５）。『氐剂量组和中剂量组在整个实验过程１ｐ与对照组大鼠体重无明显变化。结果见表ｉ、图ｉ。征荆Ｈ世组中利筻组¨ｏｏｏ：－，９３＋一２４，＿３矗５＋｜５７．，－８３，＿●６±０９，－３ｉⅡ＋一４．）１－６８：＿ｆ～７，＿，－螂±邺＋一，－叶＝６＋一９，－，＿，－ｉｌ；：增ｊ＋一Ｎ６＋一２４；５Ｘ±ＳＤ：＋＋与阴性对照相比Ｐ＜Ｏ．０５对照组低剂量组中剂量组？每ＮＮ．ｑｔｍ；ｇｏＮ－第】周－第２周＿第３周－第４周图１ＡＣＲ对成年大鼠体重的影响２６山东大学硕士学位论文三．抗氧化实验数据ｌ、大鼠大脑内ＧＳＨ－ＰＸ的改变在大鼠大脑内，ＡＣＲ中毒后，ＧＳＨ．ＰＸ活性在低剂量组中平均降低０．７％，与对照组相比不存在显著差异（Ｐ＞０．０５）；在中剂量组中平均降低９．０％，在高剂量组中平均降低１４．８％，中剂量组和高剂量组与对照组相比存在显著差异（Ｐ＜０．ｏｓ），并且存在剂量．反应关系。结果见表２、图２。表２ＡＣＲ对大脑中ＧＳＨ．ＰＸ活性的影响矗Ｊ；”与阴性对照相比Ｐ＜０．０５８７６５４３一呈∞硼，．∞２ｌＯ对照组低剂量组中剂量组高剂量组ｇｒｏｕｐ图２ＡＣＲ对大脑中ＧＳＨ．ＰＸ活性的影响山东大学硕士学位论文２、大鼠小脑内ＧＳＨ．ＰＸ的改变在大鼠小脑内，ＡＣＲ中毒后，ＧＳＨ．ＰＸ活性在低剂量组中平均降低６．３％，与对照组相比不存在显著差异（尸＞Ｏ．０５）；在中剂量组中平均降低９．７％，在高剂量组中平均降低１９．６％，中剂量组和高剂量组与对照组相比存在显著差异ｆＰ＜０．０５），并且存在剂量一反应关系。结果见表３、图３。表３ＡＣＲ对小脑中ＧＳＨ－ＰＸ活性的影响组别ｎＧＳＨ－ＰＸ（Ｕ／ｍｇｐｒ００对照组８１４．０６±１．１３低剂量组８１３．１８±Ｏ．６９中剂量组８１２．７０±１．０６”高剂量组８１１．３１±０．９８“矗ｓ；”与阴性对照相比Ｐ＜０．０５冯４冒盆２耋Ｏ基８壹６。４２Ｏ对照组低剂量组中剂量组高剂量组ｇｒｏｕｐ图３ＡＣＲ对小脑中ＧＳＨ－ＰＸ活性的影响生变奎兰堡圭主垒兰銮３、大鼠脊髓内ＧＳＨ－ＰＸ的改变在大鼠脊髓内，ＡＣＲ中毒后，ＧＳＨ－ＰＸ活性在低剂量组中平均降低９．８％，在中剂量组中平均降低１６．６％，在高剂量组中平均降低２４．９％，低剂量组、中剂量组和高剂量组与对照组相比存在显著差异ｃＰ＜０．０５），并且存在剂量－反应关系。结果见表４、图４。表４ＡＣＲ对脊髓中ＧＳＨ－ＰＸ活性的影响王土ｓ：”与阴性对照相比Ｐ＜Ｏ．０５８７６５４３一豆岳乓．∞２１０对照组低剂量组中剂量组高剂量组图４ＡＣＲ对脊髓中ＧＳＨ．ＰＸ活性的影响山东大学硕士学位论文４、大鼠坐骨神经内谷胱甘肽过氧化物酶（ＧＳＨ－ＰＸ）的改变在大鼠坐骨神经内，丙烯酰胺中毒后，ＧＳＨ．ＰＸ活性有明显的降低，在低剂量组降低７．４％，在中剂量组降低１２．ｏ％，在高剂量组中平均降低２３。２％，低剂量组、中剂量组和高剂量组与对照组相比存在显著差异（尸＜０．０５），并且存在剂量一反应关系。结果见表５、图５。表５丙烯酰胺对坐骨神经中ＧＳＨ－ＰＸ活性的影响矗Ｊ；。‘与阴性对照相比Ｐ＜０．０５２０１５ｌＯ一茗ｈ盛咐／已ｘｄ士∞ｏ５０对照组低剂量组中剂量组高剂量组图５丙烯酰胺对坐骨神经中ＧＳＩ－Ｉ－ＰＸ活性的影响．山东大学硕士学位论文５、大鼠血清ＧＳＨ．Ｐｘ的改变在大鼠血清内，ＡＣＲ中毒后，ＧＳＨ．ＰＸ活性在低剂量组降低５．１％，在中剂量组降低６．５％，与对照组相比不存在显著差异（尸＞Ｏ．０５）：在高剂量组中平均降低１４．３％，高剂量组与对照组相比存在显著差异ｃＰ＜０．０５），并且存在剂量一反应关系。结果见表６、图６。表６ＡＣＲ对血清中ＧＳＨ－ＰＸ活性的影响矗Ｊ；”与阴性对照相比Ｐ＜０．０５枷０㈣Ｏ湖Ｏ伽０一Ⅲ／ｎ）ｘｄ＿Ｈ∞ｏ蝴Ｄ猢Ｄ。）对照组低剂量组中剂量组高剂量组ｇｒｏｕｐ图６ＡＣＲ对血清中ＧＳＨ．ＰＸ活性的影响山东大学硕士学位论文６、大鼠大脑内ＧＲ的改变在大鼠大脑内，聚ＡＣＲ中毒后，ＧＲ活性在低剂量组中平均升高５．Ｏ％，与对照组相比不存在显著差异（Ｐ＞０．０５）；在中剂量组中平均降低１２．９％，在高剂量组中平均降低２１．３％，中剂量组和高剂量组与对照组相比存在显著差异（尸＜ｏ．０５），并且存在剂量一反应关系。结果见表７、图７。表７聚ＡＣＲ对大脑中ＧＲ活性的影响组别ｎＧＲ（Ｕ／ｇｐｒ００对照组８４．２７±０ｔ３７低剂量组８４。４８±０＇３ｌ中剂量组８３．７２±０．２８”高剂量组８３．３６＋０．２９“ｘ＋ｓ；”与阴性对照相比Ｐ＜０．０５８姒５Ｕｍ５Ｂ删虬５口８ｌｍＢｎ…ｉ对照组低剂量组中剂量组ｉ＊高剂量组ｇｒｏｕｐ图７聚ＡＣＲ对大脑中ＧＲ活性的影响山东大学硕士学位论文７、大鼠小脑内ＧＲ的改变在大鼠小脑内，ＡＣＲ中毒后，ＧＲ活性在低剂量组中平均升高５．３％，与对照组相比不存在显著差异俨＞ｏ．０５）：在中剂量组中平均降低１５．３％，在高剂量组中平均降低１８．４％，两剂量组与对照组相比存在显著差异ｃＰ＜０．０５），不存在剂量－反应关系。结果见表８、图８。表８ＡＣＲ对小脑中ＧＲ活性的影响『＋Ｊ：”与阴性对照相比Ｐ＜Ｏ．０５４＆５３＆５２—ＩｍＡ暑，３ｉｏＬ５１ｍ５Ｏ对照组低剂量组中剂量组高剂量组ｇｒｏｕｐ图８ＡＣＲ对小脑中ＧＲ活性的影响山东大学硕士学位论文８、大鼠脊髓内ＧＲ的改变在大鼠脊髓内。ＡＣＲ中毒后，ＧＲ活性在低剂量组中平均降低６．２％，与对照组相比不存在显著差异（尸＞Ｏ．０５）：在中剂量组中平均降低１５．７％，在高剂量组中平均降低２０．０％，两剂量组与对照组相比存在显著差异（尸＜ｏ．０５），存在剂量．反应关系。结果见表９、图９。表９ＡＣＲ对脊髓中ＧＲ活性的影响矗ｓ；”与阴性对照相比Ｐ＜０．０５７６５４３一ｐ２盛／ｎ一学２ｌ０对照组低剂量组中帮ｔ组高刺ｔ组ｇｒｏｕｐ图９ＡＣＲ对脊髓中ＧＲ活性的影响９、大鼠坐骨神经内ＧＲ的改变在大鼠坐骨神经内，ＡＣＲ中毒后ＧＲ活性有明显的降低，在低剂量组中降低了１０．６％。在中剂量组中降低了１３．９％，在高剂量组中降低了３３．２％ｔ与对照组相比存在显著差异∽０．０５），并且存在剂量．反应关系。结果见表ｌＯ、图ｌＯ。表１０ＡＣＲ对坐骨神经中ＧＲ活性的影响矗ｓ：“与阴性对照相比Ｐ＜０．０５６５４ｏ２盆３已ｏ２ｌ０对照组低剂量组中剂量组高剂量组图１０ＡＣＲ对坐骨神经中ＧＲ活性的影响山东大学硕士学位论文１０、大鼠血清内ＧＲ的改变在大鼠血清内，ＡＣＲ中毒后，ＧＲ活性，在低剂量组中平均降低４．８％，与对照组相比不存在显著差异（尸＞ｏ．０５）；在中剂量组中平均降低１５．３％，在高剂量组中平均降低１２．７％，与对照组相比存在显著差异（Ｐ＜ｏ．０５），不存在剂量．反应关系。结果见表１１、图１１。表１１ＡＣＲ对血清中ＧＲ活性的影响组别ｎＧＲ（Ｕ／ｇｐｒｏｔ）对照组８９．９４±０．８１低剂量组８９，４７±０．８１中剂量组８８．４２－ｔ－０，６９”高剂量组８８．６８±０．８２”矗ｊ；“与阴性对照相比Ｐ＜Ｏ．０５挖ｍ８６一－呈∞，ｎｊｌｏ４２０对照组低剂量组中剂量组高剂量组ｇｒｏｕｐ图１１ＡＣＲ对血清中ＧＲ活性的影响当蛮銮兰堡主耋垒趁苎１ｌ、大鼠大脑内过氧化物歧化酶（ＳＯＤ）的改变在大鼠大脑内，ＡＣＲ中毒后ＳＯＤ活性无显著改变，在低剂量组中平均降低了１．２％，在中剂量组中平均降低６．５％，在高剂量组中平均降低７．８％，与对照组相比不存在显著差异（尸＞Ｏ．０５），并且不存在剂量．反应关系。结果见表１２、图１２。．一表１２ＡＣＲ对大脑中ＳＯＤ活性的影响矗Ｊ；”与阴性对照相比Ｐ＜０．０５莒－荫／ｎ）ｏ∞瑚啪姗ｍ啪瑚∞∞∞加如∞加∞如。加０对照组低剂量组中剂量组高剂量组ｇｒｏｕｐ图１２ＡＣＲ对大脑中ＳＯＤ活性的影响山东大学硕士学位论文１２、大鼠小脑内过氧化物歧化酶（ＳＯＤ）的改变在大鼠小脑内，ＡＣＲ中毒后ＳＯＤ活性无显著改变，在低剂量组中平均降低了２．６％，在中剂量组中平均降低４．８％，在高剂量组中平均升高２．３％，与对照组相比不存在显著差异（Ｐ＞０．０５），并且不存在剂量．反应关系。结果见表１３、图１３。表１３组别ＡＣＲ对小脑中ＳＯＤ活性的影响ｎＳＯＤＣＵ／ｇｐｒ００１５７．９±１３．０１５３．７±１５．１１５０．４±１４．４１６１．６±１６．８对照组低剂量组中剂量组８８８高剂量组８矗ｓ；“与阴性对照相比Ｐ＜Ｏ．０５姗啪瑚ｍ啪姗∞如∞ｏ对照组低剂量组中剂量组高剂量组ｇｒｏｕｐ图１３ＡＣＲ对小脑中ＳＯＤ活性的影响一出奎奎兰罂主兰垒兰銮一一１３、大鼠脊髓内过氧化物歧化酶（ＳＯＤ）的改变在大鼠脊髓内，ＡＣＲ中毒后ＳＯＤ活性无显著改变，在低剂量组中平均升高了１．２％，在中剂量组中平均降低６．５％，在高剂量组中平均降低７．８％，与对照组相比不存在显著差异（ｐ０．０５），不存在剂量・反应关系。结果见表１４、图１４ａ表１４ＡＣＲ对脊髓中ＳＯＤ活性的影响矗Ｊ：“与阴性对照相比Ｐ＜０．０５ＯＯ００Ｏ一＿￡ｄ矗、３）ａｏ∞Ｏ∞弘∞弱∞坫ｍ００ＯＯ对照组低剂量组中荆量组高剂量组图１４ＡＣＲ对脊髓中ＳＯＤ活性的影响山东大学硕士学位论文１４、大鼠坐骨神经内过氧化物歧化酶（ＳＯＤ）的改变在大鼠体内，ＡＣＲ中毒后坐骨神经ＳＯＤ活性无显著改变，在低剂量组中平均降低了３，５％，在中剂量组中平均降低１．３％，在商剂量组中平均降低５．６％，与对照组相比不存在显著差异（ＪＤ＞０．０５），并且不存在剂量．反应关系。结果见表１５、图１５。表１５组别ＡＣＲ对坐骨神经中ＳＯＤ活性的影响ｎＳＯＤ（Ｕ／ｍ１）２５１．４±１５．２２４２．７±１２．１２４８．１±１３．８２３７．４±１１．２对照组８低剂量组８中剂量组８高剂量组８『±５：“与阴性对照相比Ｐ＜０．０５３００ｒ２５０２００兰１５０１００５００对照组低剂量组中剂量组高剂量组图１５ＡＣＲ对坐骨神经中ＳＯＤ活性的影响４０当奎查兰堡圭兰垒兰銮１５、大鼠血清内过氧化物歧化酶（ＳＯＤ）的改变在大鼠血清内，ＡＣＲ中毒后ＳＯＤ活性无显著改变，在低剂量组中平均升高了４．４％，在中剂量组中平均降低０．９％，在高剂量组中平均降低４．９％，与对照组相比不存在显著差异Ｃ＿Ｐ＞０．０５），并且不存在剂量一反应关系。结果见表１６、图１６。表１６ＡＣＲ对血清中ＳＯＤ活性的影响最ｓ；“与阴性对照相比Ｐ＜０．０５０Ｏ００Ｏ（１＃《ｎ：）Ｑｏ∞Ｏ００咖瑚蝴耋｜栅姗猢Ｄ瑚ｏ对照组低剂量组中剂量组高剂量组ｇｒｏｕｐ图１６ＡＣＲ对血清中ＳＯＤ活性的影响４１当銮盔主鎏圭主垒生兰１６、大鼠大脑内活性氧的改变在大鼠大脑内，ＡＣＲ中毒后，活性氧含量在低剂量组中平均升高了３．Ｏ％，在中剂量组中平均升高７．Ｏ％，与对照组相比不存在显著差异（尸＞０．０５）；在高剂量组中平均升高１５．５％．与对照组相比存在显著差异（Ｐ＜０．０５）；并且存在剂量一反应关系。结果见表１７、图１７。表１７ＡＣＲ对大脑内活性氧的影响连Ｊ：”与阴性对照相比Ｐ＜０．０５２５０２００１５０一苫邕钿／ｅｓｏ《１００５００对照组低剂量组中剂量组高剂量组ｇｒｏｕｐ图１７ＡＣＲ对大脑中活性氧的影响当奎盔主馨圭兰垒丝苎；１７、大鼠小脑内活性氧的改变在大鼠小脑内．在低剂量组中平均升高６．５％。在中剂量组中平均升高９．０％。与对照组相比不存在显著差异（Ｐ＞０．０５）；在高剂量组中平均升高２０．２％，与对照组相比存在显著差异（尸＜ｏ．０５），并且存在剂量－反应关系。结果见表１８、图１８。表１８ＡＣＲ对小脑内活性氧的影响；．＋ｓ：“与阴性对照相比Ｐ＜０．０５侧日黠嘲础∞俐∞孳一图１８ＡＣＲ对小脑中活性氧的影响山东大学硕士学位论文１８、大鼠脊髓内活性氧的改变在大鼠脊髓内，聚ＡＣＲ中毒后，活性氧含量明显升高，在低剂量组中平均升高５．２％，与对照组相比不存在显著差异（尸＞０．０５）｛在中剂量组中平均升高１０．４％，在高剂量组中平均升高２４．２％，与对照组相比存在显著差异（Ｐ＜Ｏ．０５）。并且存在剂量．反应关系。结果见表１９、图１９。表１９聚ＡＣＲ对脊髓内活性氧的影响矗ｓ；”与阴性对照相比Ｐ＜Ｏ．０５渤啪姗枷ｍ一苫邕兽／ｎ—ｓ０２ｍ的。对照组低剂量组中剂量组高剂量组图１９聚ＡＣＲ对脊髓中活性氧的影响山东大学硬士学位论文１９、大鼠坐骨神经内活性氧的改变在大鼠坐骨神经内，ＡＣＲ中毒后，活性氧含量，在低剂量组中平均升高１４．８％．在中剂量组中平均升高２６．１％，在高剂量组中平均升高３４．４％，与对照组相比均存在显著差异（ｐ＜０．０５），并且存在剂量－反应关系。结果见表２０、图２０。表２０ＡＣＲ对坐骨神经内活性氧的影响矗ｓ；”与阴性对照相比Ｐ＜Ｏ．０５呦舳瑚∞瑚∞ｃ．２岳兽≯）ｓｏ酲姗∞即的０ｏ对照组低剂量组中剂量组高剂量组ｇｒｏｕｐ图２０ＡＣＲ对坐骨神经中活性氧的影响山东大学硕士学位论文２０、大鼠血清内活性氧的改变在大鼠血清内，活性氧在低剂量组中平均升高２．８％，在中剂量组中平均升高４．２％，与对照组相比不存在显著差异（Ｐ＞Ｏ．０５）：在高剂量组中平均升高１３．６％，与对照组相比存在显著差异（Ｐ＜ｏ．０５），并且存在剂量．反应关系。结果见表２ｌ、图２１。表２１ＡＣＲ对血清内活性氧的影响组别ｎＲＯＳ（Ｕ／ｍ１）对照组６５８．８±６７低剂量组６７７．２±６８中剂量组６８６．７±６６高剂量组８７４８．１＋７０”；－－＋ｓ：”与阴性对照相比Ｐ＜Ｏ．０５一＿Ｉ｛ｎ）Ｓ０ｚ喜！啪瑚鲫蠹；伽蓍兰瑚ｍｏ对照组低剂量组中剂量组高剂量组ｇｒｏｕｐ图２１ＡＣＲ对血清中活性氧的影响山东大学硕士学位论文２１、大鼠大脑内丙二醛（ＭＤＡ）的改变在大鼠大脑内，ＡＣＲ中毒后ＭＤＡ含量升高，在低剂量组中平均升高２．Ｏ％，在中剂量组中平均升高６．５％，与对照组相比不存在显著差异（尸＞Ｏ．０５）；在高剂量组中平均升高１３．４％，与对照组相比存在显著差异ｃ尸＜ｏ．０５），并且存在剂量－反应关系。结果见表２２、图２２。表２２ＡＣＲ对大脑中ＭＤＡ含量的影响『＋ｓ：“与阴性对照相比Ｐ＜０．０５３２．９２．８言基姜５窨垂２．３２．２对照组低剂量组中剂量组高剂量组图２２ＡＣＲ对大脑中ＭＤＡ含最的影响山东大学硕士学位论文２２、大鼠小脑内丙二醛（ＭＤＡ）的改变在大鼠小脑内，ＡＣＲ中毒后ＭＤＡ含量升高，在低剂量组中平均升高３．０％，在中剂量组中平均升高５．４％，与对照组相比不存在显著差异（Ｐ＞Ｏ．０５）；在高剂量组中平均升高１４．５％，与对照组相比存在显著差异‘Ｐ＜ｏ．０５），并且存在剂量．反应关系。结果见表２３、图２３。表２３ＡＣＲ对小脑中ＭＤＡ含量的影响组别ｎＭＤＡ（ｎｍ／ｍｇｐｒｏｔ）对照组８２．０４±０．２０低剂量组８２．１０±０．１４中剂量组８２．１５±０．１７高剂量组８２．３３４－０．１９”矗ｓ：”与阴性对照相比Ｐ＜Ｏ．０５３２５２ｌ５１一乱∞／。《口ｎ５Ｏ对照组低剂量组中剂量组高剂量组ｇｒｏｕｐ图２３ＡＣＲ对小脑中ＭＤＡ含量的影响４８；当銮盔兰堡圭主垒笙兰２３、大鼠脊髓内丙二醛（ＭＤＡ）的改变在大鼠脊髓内，ＡＣＲ中毒后，在低剂量组中丙二醛含量平均升高２．９％，与对照组相比不存在显著差异∞加．０５）；在中剂量组中平均升高１２．４％，在高剂量组中平均升高２２．６％，与对照组相比存在显著差异（Ｐ＜０．０５）．并且存在剂量－反应关系。结果见表２４、图２４。表２４ＡＣＲ对脊髓中ＭＤＡ含量的影响矗ｊ：“与阴性对照相比Ｐ＜０．０５２１８ｌ６芎ｌ４甚黑１２１５窖０８苦０６Ｏ４０２Ｏ｝ｌｌ一对照组低剂量组中剂量组高剂量组图２４ＡＣＲ对脊髓中ＭＤＡ含量的影响Ｉ●＿●＿－－－●＿－●＿＿－－＿■－●－＿ＩＩ＿＿－－●●＿－＿ｌ－●＿＿＿＿－ｌ－●●Ｉ＿－－＿－－＿●－＿＿＿＿●＿●＿●－＿－●＿＿－＿ｌ－－＿一山东大学硕士学位论文２４、大鼠坐骨神经内丙二醛（ＭＤＡ）的改变在大鼠坐骨神经内，ＡＣＲ中毒后，在低剂量组中平均升高１８．４％，在中剂量组中平均升高２４。２％，在高剂量组中平均升高４４．０％，与对照组相比存在显著差异（Ｐ＜Ｏ．０５），并且存在剂量．反应关系。结果见表２５、图２５。表２５ＡＣＲ对坐骨神经中ＭＤＡ含量的影响矗ｊ：“与阴性对照相比Ｐ＜０．０５４．５４３．５３２．５２盆吡，富《口１．５ｌ０．５Ｏ对照组低剂量组中捌量蛆高剂量组ｇｒｏｕｐ雷２５ＡＣＲ对坐骨神经中ＭＯＡ含量的影响．ｉ．当蛮銮堂璧圭兰簦笙兰２５、大鼠血清丙二醛（ＭＤＡ）的改变在大鼠血清内，ＡＣＲ中毒后无显著改变．在低剂量组中含量平均升高２．６％，在中剂量组中平均升高７．１％，在高剂量组中平均升高６．７％，低剂量组、中剂量组和高剂量组与对照组相比不存在显著差异（Ｐ＞０．０５）；并且不存在剂量－反应关系。结果见表２６、图２６。表２６ＡＣＲ对血清中ＭＤＡ含量的影响矗ｊ：”与阴性对照相比Ｐ＜０．０５３５３２５２Ｌ５一＿【眦／＿【ｇｕ）《ａｌｌｍ５０对照组低荆量组中剂量组高剂量组ｇｒｏｕｐ图２６ＡＣＲ对血清中ＭＤＡ含量的影响山东大学硕士学位论文２６、大鼠大脑内谷胱甘肽（ＧＳＨ）的改变在大鼠大脑内，ＡＣＲ中毒后ＧＳＨ含量有明显的降低，在低剂量组中平均降低１２．６％，在中剂量组中平均降低１７．０％，在高剂量组中平均降低２０．７％，各剂量组与对照组相比存在显著差异（Ｐ＜０．０５），并且存在剂量．反应关系。结果见表２４、图２４。表２７组别ＡＣＲ对大脑中ＧＳＨ含量的影响ｒｌＧＳＨ（ｍｇ／ｍｇｐｒｏｔ）６１．０±５．５５３．３４－５．５”对照组低剂量组中剂量组５０．６±４．３”４８．４４－３．８“高剂量组矗Ｊ：“与阴性对照相比Ｐ＜０．０５加∞∞们∞—＿８Ｂ曼菪￥∞ｏ加ｍ０对照组低剂量组中剂量组高剂量组ｇｒｏｕｐ图２７ＡＣＲ对大脑中ＧＳＨ含量的影响当蛮奎兰堡主兰兰芝銮；．２７、大鼠小脑内谷胱甘肽（ＧＳＨ）的改变在大鼠小脑内，ＡＣＲ中毒后ＧＳＨ含量有明显的降低，在低剂量组中平均降低９．６％，在中剂量组中平均降低１６．Ｏ％，在高剂量组中平均降低２４．５％，各剂量组与对照组相比存在显著差异ＣＰ＜Ｏ．０５），并且存在剂量－反应关系。结果见表２８、图２８。表２８ＡＣＲ对小脑中ＧＳＨ含量的影响悬Ｊ：“与阴性对照相比Ｐ＜０．０５一＿８矗＃盖Ｅ）Ｈ∞口∞阳∞蚰∞加０对照组低剂量组中剂量组高剂量组ｇｒｏｕｐ图２８ＡＣＲ对小脑中ＧＳＨ含量的影响当蛮銮主堡圭主竺鳖三２８、大鼠脊髓内ＧＳＨ的改变在大鼠脊髓内，ＡＣＲ中毒后ＧＳＨ含量有明显的降低，在低荆量组中ＧＳＨ含量平均降低１１．２％，在中剂量组中平均降低２２＿３％，在高剂量组中平均降低２８．９％，各剂量组与对照组相比存在显著差异（Ｐ＜Ｏ．０５），并且存在剂量．反应关系。结果见表２９、图２９。表２９组别ＡＣＲ对脊髓中ＧＳＨ含量的影响ｎＧＳＨ（ｍｇ／ｍｇｐｒｏｔ）７９．７－－＋７．１７０．７４－７．９“６２．０＋６．３”５６．７＋５．３”对照组低剂量组中剂量组高剂量组８８８８矗ｊ：”与阴性对照相比Ｐ＜０．０５一荟盛，∞口∞∞阳∞如∞加ｍ０对照组低剂量组中剂量组高剂量组ｇｒｏｕｐ图２９ＡＣＲ对脊髓中ＧＳＨ含量的影响当蛮盔兰堡主堂垒兰苎２９、大鼠坐骨神经内谷胱甘肽（ＧＳＨ）的改变一在大鼠坐骨神经内，ＡＣＲ中毒后ＧＳＨ含量有明显的降低，在低剂量组中降低１７．４％，在中剂量组中降低２４．０％，在高剂量组中降低３３．６％，各剂量组与对照组相比存在显著差异（尸＜０．０５），存在剂量．反应关系。结果见表３０、图３０。表３０ＡＣＲ对坐骨神经中ＧＳＨ含量的影响ｆ－±ｓ；“与阴性对照相比Ｐ＜０．０５１００。８０２导６０ｂ暑４０８２０Ｏ对照组低剂量组中剂量组高剂量组ｇｒｏｕｐ图３０ＡＣＲ对坐骨神经中ＧＳＨ含量的影响山东大学硕士学位论文３０、大鼠血清ＧＳＨ的改变在大鼠血清中，ＡＣＲ中毒后．在低剂量组中ＧＳＨ含量平均降低６．７％与对照组相比不存在显著差异（Ｐ＞０．０５）：在中剂量组中平均降低８．８％，在高剂量组中平均降低１４．８％，与对照组相比存在显著差异（Ｐ．，ｏ．０５），并且存在剂量．反应关系。结果见表３ｌ、图３ｌ。表３１组别ＡＣＲ对血清中ＧＳＨ含量的影响ｎＧＳＨ（ｍ＃ｍ１）３２５．９±３１．０３０４．２４－２７＿３对照组８低剂量组８中剂量组８２９７．３４－２１．８”２７７．６＋２７．６”高剂量组８；４－ｓ：”与阴性对照相比Ｐ＜０．０５枷渤｜｝罨毫啪一＿【｛誉一｝Ｉｓ。啪Ⅲ∞ｏ对照组低剂量组中剂量组高剂量组ｇｒｏｕｐ图３１ＡＣＲ对血清中ＧＳＨ含量的影响：出耋盔主堡圭兰堡笙苎３ｌ、大鼠大脑内Ｔ－ＡＯＣ的改变在大鼠大脑内，ＡＣＲ中毒后，在低剂量组中平均降低１．９％，中剂量组中Ｔ－ＡＯＣ中平均降低５．７％，与对照组相比不存在显著差异（ｐ０．０５）；在高剂量组中平均降低１４．４％，与对照组相比存在显著差异（尸．（ｏ．０５）。结果见表３２、图３２。表３２ＡＣＲ对大脑内Ｔ－ＡＯＣ的影响矗ｓ：”与阴性对照相比Ｐ＜０．０５灌黼ｍ：聪图３２◆一一对照组低剂量组中剂量组高剂量组ｇｒｏｕｐＡＣＲ对大脑中Ｔ－ＡＯＣ的影响山东大学硕士学位论文３２、大鼠ｄ，ｌＪ卤内Ｔ－ＡＯＣ的改变在大鼠小脑内，ＡＣＲ中毒后Ｔ－ＡＯＣ明显的降低，在低剂量组中平均降低５％，与对照组相比不存在显著差异（Ｐ＞０．０５）；量组中平均降低２４．８％，在中剂量组中平均降低１３．７％，在高剂与对照组相比存在显著差异（Ｐ（Ｏ．０５），并且存在剂量・反应关系。结果见表３３、图３３。表３３ＡＣＲ对小脑内Ｔ－ＡＯＣ的影响『＋ｓ：”与阴性对照相比Ｐ＜０．０５１．６１．４１．２ｌ０．８一荟∞—《．工Ｏ．６Ｏ．４Ｏ．２０对照组低剂量组中剂量组高剂量组ｇｒｏｕｐ图３３ＡＣＲ对小脑中Ｔ－ＡＯＣ的影响省奎盔主罂圭主簦兰兰３３、大鼠脊髓内Ｔ－ＡＯＣ的改变在大鼠脊髓内．ＡＣＲ中毒后。Ｔ－ＡＯＣ在低剂量组中平均降低３．７％，与对照组相比不存在显著差异（户＞Ｏ．０５）；在中剂量组中平均降低１３．２％，在高剂量组中平均降低１８．３％．与对照组相比存在显著差异俨＜０．０５）。并且存在剂量－反应关系。结果见表３４、图３４。表３４ＡＣＲ对脊髓内Ｔ－ＡＯＣ的影响矗。；”与阴性对照相比Ｐ＜Ｏ．０５１．６１．４１．２ｏ１誊０’８士ｏ．６ｏ．４０．２Ｏ对照组低剂量组中剂量组高剂量组图３４ＡＣＲ对脊髓中Ｔ－ＡＯＣ的影晌３４、大鼠坐骨神经内Ｔ－ＡＯＣ的改变在大鼠坐骨神经内，ＡＣＲ中毒后，Ｔ－ＡＯＣ显著降低，与对照组相比，在低剂量组中降低了１０．４％，在中剂量组中降低了２１．４％，在高剂量组中降低了２８．３％，与对照组相比存在显著差异（Ｐ＜０．０５）；并且存在剂量．反应关系。结果见表３５、图３５。表３５ＡＣＲ对坐骨神经内Ｔ－ＡＯＣ的影响组别ｎＴ－ＡＯＣ（Ｕ／ｍｇｐｒｏｔ）对照组８２．１７±０．２４低剂量组８１．９４±０．１１”中剂量组８１．７０±０．１４“高剂量组８１．５５＿＋０．１３”矗５；“与阴性对照相比Ｐ＜０．０５３２．５２１．５一葛§当）。口ｙ－＿ｌＯ．５Ｏ对照组低橱量组中捅量组高剂量组ｇｒｏｕｐ图３５ＡＣＲ对坐骨神经中Ｔ－ＡＯＣ的影响山东大学硕士学位论文３５、大鼠血清Ｔ－ＡＯＣ的改变在大鼠血清内．Ｔ－ＡＯＣ在低剂量组中平均降低３．７％，与对照组相比不存在显著差异妒＞ｏ。０５）：在中剂量组中平均降低９．２％，在离剂量组中平均降低１５．５％，与对照组相比存在显著差异∽＜０．０５），并且存在剂量．反应关系。结果见表３６、图３６。表３６ＡＣＲ对血清内Ｔ－ＡＯＣ的影响矗ｊ：”与阴性对照相比Ｐ＜Ｏ，０５２Ｏ８６一ｊ、ｆｌｖｕｏ《－上４２０对照组低剂量组中剂量组高剂量组ｇｒｏｕｐ图３６ＡＣＲ对血清中Ｔ－ＡＯＣ的影响山东大学硕士学位论文四、酶组化试验结果１、大鼠大脑内ＳＤＨ活性的改变在大鼠大脑内，ＡＣＲ中毒后ＳＤＨ活性有明显的降低，在高剂量组中平均降低２３．２％，高剂量组与对照组相比存在显著差异（Ｐ＜Ｏ．０５）。结果见表３７、图３７、照片ｌ和照片２。表３７ＡＣＲ对大脑中ＳＤＨ活性的影响王－＋Ｊ；”与阴性对照相比Ｐ＜０．０５１２０１００—８０Ｓ玉∽６０柏∞０对照组高ｊｆｌＩ量组ｇｒｏｕｐ图３７高剂量ＡＣＲ对大脑中ＳＤＨ活性的影响山女、人‘，碗ｔ。ｊ吖最论文照片１高剂量组ＡＣＲ中毒后大脑中ＳＤＨ活性照片２对照组大脑中ＳＤＨ活性山东大学硕士学位论文２、大鼠脊髓内ＳＤＨ活性的改变在大鼠脊髓内，ＡＣＲ中毒后ＳＤＨ活性有明显的降低，在高剂量组中平均降低３３．１％，高剂量组与对照组相比存在显著差异ｃ尸＜ｏ．０５）。结果见表３８、图３８、照片３和照片４。表３８ＡＣＲ对脊髓中ＳＤＨ活性的影响『＋５：”与阴性对照相比Ｐ＜０．０５１２０１００８０一ｉ６０们４０２００对照组高搁量组图３８高剂量ＡＣＲ对脊髓中ＳＤＨ活性的影响山尔人掌硕十学位论文照片３高剂量组ＡＣＲ中毒后脊髓中ＳＤＨ活性照片４对照组脊髓中ＳＤＨ活性：兰奎兰≥三－＿—＿－・—＿—ｌ＿＿＿＿＿＿・—－—・３、大鼠大脑内ＡＴＰａｓｅ活性的改变在大鼠大脑内，ＡＣＲ中毒后ＡＴＰａｓｅ有明显的降低，在高剂量组中平均降低１４．１％，与对照组相比存在显著差异（Ｐ＜０．０５）。结果见表４０、图４０。表４０ＡＣＲ对大脑中ＡＴＰａｓｅ活性的影响矗ｓ；”与阴性对照相比Ｐ＜０．０５加∞踟∞摹哥％Ｌ卜《∞∞０ｇｒｏｕｐ图４０高剂量ＡＣＲ对大脑中ＡＴＰａｓｅ活性的影响照片５高剂量组ＡＣＲ中毒后大脑中ＡＴＰａｓｅ活性照片６对照组大脑中ＡＴＰａｓｃ活性山东大学硕士学位论文４、大鼠脊髓内ＡＴＰａｓｅ活性的改变在大鼠脊髓内，ＡＣＲ中毒后脊髓内ＡＴＰａｓｅ有明显的降低，在高剂量组中平均降低２２．６％，与对照组相比存在显著差异（Ｐ＜ｏ．０５）。结果见表４１、图４１。表４１组别ＡＣＲ对脊髓中ＡＴＰａｓｅ活性的影响ｒｌ％１００４－８２对照组８高剂量组８７７．４±７．９”；－－ｓ－＂“与阴性对照相比Ｐ＜Ｏ．０５１２０’啪∞∞一％）∞∞Ｂ尝∞∞ｏ图４１高ｊＩ！ｆ量ＡＣＲ对脊髓中ＡＴＰ酗ｅ活性的影响照片７高剂量组ＡＣＲ中毒后脊髓内ＡＴＰａｓｅ活性照片８对照组脊髓内ＡＴＰａｓｅ活性山东大学硕士学位论文５、大鼠后肢肌肉内ＡＴＰａｓｅ活性的改变在大鼠后肢肌肉内，ＡＣＲ中毒后ＡＴＰａｓｅ有明显的降低，在高剂量组中平均降低２０．Ｏ％，与对照组相比存在显著差异（尸＜ｏ．０５）。结果见表４２、图４２。表４２ＡＣＲ对大脑中ＡＴＰａｓｅ活性的影响连Ｊ；”与阴性对照相比Ｐ＜０．０５仍哟∞∞一永一∞时厶卜《∞∞ｏ图４２高剂量ＡＣＲ对后肢肌肉中ＡＴＰａｓｅ活性的影响当蛮盔兰鎏主主堡鎏苫照片９高剂景组ＡＣＲ中毒后肌肉中ＡＴＰａｓｅ活性照片１０对照组肌肉中ＡＴＰａｓｅ活性当玺查耋鎏圭兰竺生圣五、抗氧化能力在组织中的变化１、ＡＣＲ中毒后ＧＲ在组织中的变化图４３ＡＣＲ中毒后ＧＲ的变化２、ＡＣＲ中毒后ＧＳＨ在组织中的变化图４４ＡＣＲ中毒后ＧＳＨ的变化３、ＡＣＲ中毒后ＧＳＨ．ＰＸ在组织中的变化图４５ＡＣＲ中毒后ＧＳＨ．ＰＸ的变化山东大学硕士学位论文４、ＡＣＲ中毒后ＭＤＡ在组织中的变化图４６ＡＣＲ中毒后ＭＤＡ的变化５、ＣＲ中毒后ＲＯＳ在组织中的变化图４７ＡＣＲ中毒后ＲＯＳ的变化６、ＡＣＲ中毒后ＳＯＤ在组织中的变化图４８ＡＣＲ中毒后ＳＯＤ的变化７、ＡＣＲ中毒后Ｔ－ＡＯＣ在组织中的变化图４９ＡＣＲ中毒后Ｔ－ＡＯＣ的变化７４一ｍ山东大学硕士学位论文ｍｌ■＿＿＿＿－●—————’’—————一ＩＩＩ讨论—ｉｉ————一，，一．ＡＣＲ引起的中毒性中枢及周围神经病模型及其对大鼠体重的影响在以前的研究中，学者们做过很多ＡＣＲ引起的中毒性中枢及周围神经病模型的尝试，由于研究的针对性不同．所以建立的模型各不相同。范志涛等人【ｌ０Ｊ研究ＡＣＲ对神经系统的病理改变时建立了小鼠中毒模型，经口染毒，剂量为５０ｍｇ／ｋｇ、１００ｍｇ＆ｇ和１５０ｍｇ／ｋｇ，每周五次，时间为６周。染毒第三周，１００ｍｇ，＇ｋｇ和】５０ｍｇ／ｋｇ组小鼠前后肢肌肉萎缩，肌力下降，体重与阴性对照组相比有明显下降，统计学处理有显著性差异。为研究ＡＣＲ对神经突轴影响建立的Ｏｌａ鼠和６Ｊ鼠中毒模型１３５Ｊ，腹腔注射染毒，剂量为５０ｍｇ／ｋｇ，隔日一次，时间ｌ，３，５周。Ｏｌａ鼠和６Ｊ鼠注射ＡＣＲ后体重均比注射前下降，但实验组与对照组相比没有显著差异，实验组动物在第６次注射后（总剂量３００ｍｇ／ｋｇ），部分动物出现走路摇摆．后肢无力、拖拉，动物不爱活动，不活泼．不能攀爬铁丝笼，把鼠放在倾斜４５。角的平板上，动物下滑．不能站立行走。贺锡雯等１３６１在研究ＡＣＲ对神经系统能量代谢和细胞内钙稳态的影响时做的Ｗｉｓｔａｒ大鼠模型是腹腔注射染毒，剂量为２５ｍｇ／ｋｇ和５０ｍｇ／ｋｇ，每目一次，时间为８天。中毒后的大鼠对大鼠进行行为功能测试，５０ｍｇ／ｋｇ剂量组大鼠在转轮实验中在轮上停留时间缩短．后肢展开距离明显加宽。国外的许多专家如：ＬｏＰａｅｈｉｎＲＭＪｒ，ＬｅｈｎｉｎｇＪＨｌ４０１，ＳｔｅｔｋｉｅｗｉｃｚＪＥＪｌ３”、ＥＩＣＨＢＥＲＧ产”、ＬＯＰＡＣＨｌＮ蹦【３９Ｊ、ＲａｙｍｅｒＨ１ｌ和ＭＩＮＧＸＵＥＹ㈣在各自的研究中建立了许多动物模型。董小明等人１４剐为了研究ＡＣＲ对坐骨神经、小脑和血清中Ｂ．葡萄糖醛酸酶活性的影响做了Ｗｉｓｔａｒ大鼠模型，腹腔注射染毒，剂量为５０ｍｇ／ｋｇ，每日一次，时间为Ｓ，１２，２１，３６和５０天。注射ｌＯ次后出现双后肢瘫痪等性症状。的动物主要为小鼠和大鼠。为同时研究ＡＣＲ亚急性毒性后ＡＣＲ对神经及血清中多种酶活力和化合物含量的影响，在对以往多种亚急性毒性模型比较后．我们认为董小明等人建立的了动物模型选用Ｗｉｓｔａｒ大鼠模型比较适合于本次研究的目的。通过反复比较和摸索，确定了本实验的ＡＣＲ亚急性毒性中毒模型。在本次实验中，将Ｗｉｓｔｅｒ成年大鼠随机分成四个组。三个处理组，一个阴性对照组。阴性对照组注射生理盐水，处理组腹腔注射１０ｍｇ，ｌ（ｇ（低剂量）、２０ｍｇ／ｋｇ（ｑＵ剂量）和４０ｒｎｇ／ｋｇ（高剂量），隔天注射一次，连续一个月。１０ｍｇ／ｋｇ（低剂量）组在整个实验过程中与阴性对照组无显著差异。２０ｍｇ／ｋｇ（中剂量）组４周后，少数大鼠出现后肢无力、拖拉，爱活动，不活泼等症状・４０ｍｇ／ｋｇ（高剂量）组４周就后，部分大鼠开始出现走路摇摆，后肢无力、拖拉，动物不爱活动，不活泼，４周时，有的大鼠走路时足背着地。大多后肢瘫痪。这可能是ＡＣＲ具有高度的蓄积作用１４４，４５１所致，而坐骨神经末端部位的蓄积量比其它部位高１４¨叭，故首先出现后肢无力的体征。ＡＣＲ中毒后，低剂量组和中剂量组在整个实验过程中与对照组大鼠体重无明显变化。与对照组相比，高剂量组大鼠第一周体重无明显变化，第二、三、四周可以观察到体重有所减轻，但不存在显著差异（Ｐ＞Ｏ．０５）。结果与以往的结果相符｛４９ｌ。说明ＡＣＲ有降低动物体重的作用，但在本实验中此影响不明显。导致体重下降的原因尚不清楚，可能是由于ＡＣＲ的毒性作用使动物摄取食物减少所致，也可能是ＡＣＲ的毒性作用干扰了体内能量代谢过程，造成代谢紊乱所致。二．ＡＣＲ对大鼠神经组织及血清中抗氧化能力的影响ｌＡＣＲ对大鼠神经组织及血清中谷胱甘肽抗氧化系统的的影响。谷胱甘肽抗氧化系统主要含谷胱甘肽（ＧＳＨ＋ＧＳＳＧ）、ＧＳＨ．Ｐｘ、谷胱甘肽转硫酶（ＧＳＴ）和ＧＲ．其相互之间有着密切的联系㈣。ＧＳＨ是一种低分子清除剂，以还原型（ＧＳＨ）和氧化型（ＧＳＳＧ）两种形式广泛存在于机体内，一般组织中主要以ＧＳＨ形式存在。它可清除０２一、Ｈ２０２、ＬＯＯＨ－．是组成膜保护因子和细胞浆保护因子的必需成份。谷胱甘肽是蛋氨酸、甘氨酸和半胱氨酸组成的一种三肽，是组织中重要的非蛋白质巯基化合物，并且是ＧＳＨ．ＰＸ和ＧＳＴ两种酶类的底物。为这二种酶分解氢过氧化物所必需．它能稳定含巯基的酶，防止血红蛋白及其它辅助因子受氧化损坏，还有使维生素Ｅ恢复到还原态的作用，ＧＳＨ缺乏或耗竭会促使许多化学物质或环境因素产生中毒作用或加重其中毒作用，因而ＧＳＨ量的多少是衡量机体抗氧化能力大小的重要因素。机体内ＧＳＨ主要通过合成和还原两条途径生成的。肝脏是合成ＧＳＨ的主要场所，通过Ｙ一谷氨酰半胱氨酸合成酶和谷胱甘肽合成酶催化合成，合成过程中需消耗ＡＴＰ。还原途径是ＧＲ在ＮＡＤＰＨ存在的条件下还原ＧＳＳＧ为ＧＳＨ，另外还可通过巯基转移酶作用生成ＧＳＨ。ＧＳＨ在肝脏内合成并运输到周围组织。正常生理条件下，肝脏中９０－＿９５％的ＧＳＨ被转运到周围组织，其中８０－８５％通过进入血液，另外的进入胆汁，约有５～１０％的ＧＳＨ在肝脏中参与各种反应被氧化成出奎奎兰璧圭兰竺兰苎ＧＳＳＧ，或被酶破坏消耗【５１１．谷胱甘肽在肝脏中的合成见图５０。一４合成图５０Ｌ：，—谷氮酰半胱氨酸合成酶２：谷胱甘肽合成酶３：ＧＳＨ—ＰｘＯＲ５：巯基转移酶６：ＧＳＴ在本次实验中，低剂量组、中剂量组和高剂量组中大鼠大脑、小脑、脊髓、坐骨神经和血清中ＧＳＨ含量都有明显降低，并且存在剂量．反应关系。这与以往的研究１５¨２ｌ完全相符。以往的ＡＣＲ药物动力学研究显示：ＡＣＲ的代谢主要是与谷胱甘肽直接结合发生反应，产生Ｎ．醋酸基．ｓ．半胱氨酸。口服后，在鼠的尿中可发现巯基酸和半胱氮酸・Ｓ・丙酸脂。静脉注射ＡＣＲ（１００ｍｇ／ｋｇ），逐渐有少量ＡＣＲ出现在肾、肝、脑和脊髓、坐骨神经和血浆中。在鼠体内的ＡＣＲ生物转化是通过谷胱甘肽结合和脱羧完成的，尿中发现４种代谢产物：谷胱甘肽、Ｎ．２酰基．ｓ．（３．氨基．３．羟丙基），半胱氨酸等，其中半胱氨酸占口服剂量的４８％。这从另一个方面也证实ＡＣＲ在代谢中消耗了大量的组织内谷胱甘肽从而导致神经组织和血清中谷胱甘肽含量的有显著的下降。值得注意的是，在本次实验首次发现，低剂量组中大鼠大脑和小脑中ＧＲ活性有上升的趋势．而低剂量组中大鼠脊髓中ＧＲ含量也无下降趋势。而这可能是这些组织的结构性屏障使ＡＣＲ的侵入减少，也可能是ＡＣＲ先经过胃肠道代谢，到达这些下游组织时浓度较低的，当ＡＣＲ在其中与谷胱甘肽结合，造成这些组织的还原型谷胱甘肽含量下降时，引起还原型谷胱甘肽和氧化型谷胱甘肽比例失调，从而引起组织内ＧＲ活性的提高，使还原型谷胱甘肽和氧化型谷胱甘肽的反应平衡朝着有利于产生还原型谷胱甘肽的方向发展。同时我们发现，在低剂量组中，谷胱甘肽过氧化物酶（Ｇｌｕｔａｔｈｉｏｎｃｐｅｒｏｘｉｄａｓｅ，ＧＳＨ．ＰＸ）的活性无明显变化，该酶７７山东大学硕士学位论文是机体内广泛存在的一种重要的催化过氧化氢分解的酶。它特异的催化还原型ＧＳＨ对过氧化氢的还原反应，可以起到保护细胞膜结构和功能完整的作用。ＧＳＨ—ＰＸ的活性中心是硒半胱氨酸，硒是ＧＳＨ．ＰＸ的必需部分，每克分子酶舍４克原子硒。测定ＧＳＨ．ＰＸ的活力可以作为衡量机体硒水平的一项生化指标。大鼠大脑、小脑、脊髓、坐骨神经和血清中，从低剂量一中级量一高剂量，ＧＳＨ．Ｐｘ及ＧＲ活性呈逐渐下降趋势，其机制可能与组织中ＲＯＳ和ＭＤＡ的含量有关。ＲＯＳ包括氧中心自由基如０２一・和・ＯＨ，某些氧的非自由基衍生物，如Ｈ２０２、单线态氧和次氯酸，以及过氧化物、氢过氧化物、内源性脂质和外来化合物的代谢物，它们都含有化学性质活泼的含氧功能基团。自由基在生物体内来源有二：一是细胞正常生理过程产生：二是化学毒物在体内代谢过程产生。正常情况下，机体会产生自由基，参与某些生物学功能的发挥，对机体没有损害作用。细胞产生的自ｌ妇基主要有以下途径：ａ．酶反应，包括胞浆酶如黄嘌呤氧化酶（ｘａｎｔｈｉｒｌｅｏｘｉｄａｓｅ），膜结合酶如脂肪氧合酶（１ｉｐｏｘｙｇｅｎａｓｅ）等，可催化生成ＲＯＳ。ｂ．内源性物质的氧化反应．如抗坏血酸和儿茶酚胺。ｃ．内质网膜或线粒体，正常时ＲＯＳ产生较少。当混合功能氧化酶反应过程或线粒体电子传递过程受损，尤其是化学毒物（如：ＡＣＲ）作用，它们可能是ＲＯＳ的主要来源。当组织在接受低剂量毒物后，往往产生ＲＯＳ较少，生物膜发生脂质过氧化反应的过程也较轻，此时肝脏合成ＧＳＨ的速度和向神经组织输出的ＧＳＨ还能维持清除ＲＯＳ所需要的量，产生的ＲＯＳ及ＭＤＡ被及时清除。不足以引起酶蛋白的损伤、灭活，甚至产生适量的ＲＯＳ．反而会激活对ＲＯＳ敏感的ＧＲ酶的活性，使得ＧＲ的活性升高。但当肝脏由于ＡＣＲ的毒性作用导致ＲＯＳ含量超过一定限度时，ＲＯＳ损伤许多酶蛋白及膜结构，使得合成ＧＳＨ的前体供应不足嘲，或合成ＧＳＨ的酶本身被损伤从而影响ＧＳＨ的合成：同时由于ＡＣＲ的毒性作用，可能导致ＡＴＰ生成减少，磷酸戊糖通路产生的ＮＡＤＰＨ减少，影响肝脏ＧＳＨ的合成和ＧＲ、巯基转移酶的活性，导致肝脏ＧＳＨ浓度下降，输送到神经组织中的ＧＳＨ减少，再加上神经组织中ＡＣＲ含量的增加，技氧化的ＧＳＨ量进一步增加，在上述几种可能的因素的共同作用下，使ＧＳＨ浓度下降到一定程度．最终引发抗氧化系统无法及时清除过量的ＲＯＳ，出现神经系统生物膜产生脂质过氧化ｆ５３ｌ，其分解终产物之一ＭＤＡ可以由生成部位扩散到其它部位产生毒性作用，引起其它物质产生过氧化作用，经过一系列连锁反应，使神经组织的正常生理，生化过程发生紊乱。１９８８７９．．当奎态塑圭兰氅笙苎．．．．．．一．．．年Ｔｈｏｍａｓ等进行细胞体外实验发现，ＧＳＨ耗竭使细胞对外源性的氧化损伤、Ｈ２０２和其它一些氧化物的敏感性增加。本实验中ＭＤＡ含量和ＲＯＳ含量随着ＡＣＲ给毒剂量的增大而显著增加也说明了这一点。２、ＡＣＲ对大脑及脊髓组织中ＡＴＰａｓｃ活性和ＳＤＨ活性的影响。ＳＤＨ它是线粒体内膜酶，参与三羧酸循环和电子链传递。在本研究中，ＡＣＲ中毒后，大脑和脊髓的中的ＳＤＨ活性显著下降。ＳＤＨ活性的抑制将减少ＮＡＤ旷的形成，影响ＡＴＰ的合成，进而影响线粒体内膜酶参与三羧酸循环和电子链传递．导致ＲＯＳ含量上升。在体外实验中，ＡＣＲ对大鼠小脑、桥脑和大脑皮质的ＳＤＨ活性也有抑制作用【９１．在本研究中，大脑、脊髓和后肢肌肉中ＡＴＰａｓｃ活性显著降低，试验结果与ＬｏＰａｃｈｉｎＲＭＪｒ，ＬｃｈｎｉｎｇＥＪ１３７１的研究结果相同。３、ＡＣＲ对大鼠神经组织及血清中Ｔ－ＡＯＣ的影响大鼠内的机体抗氧化系统包括非酶性和酶性抗氧化系统：ｌ、酶性抗氧化系统。需氧生物如人或实验动物中。存在抗氧化损害的酶系统，即消除ＲＯＳ的酶系统。包括超氧化物歧化酶（ｓｕｐｅｒ－ｏｘｉｄｅｄｉｍｕｔａｓｃｓ，ＳＯＤ）、谷胱甘肽过氧化物酶（ｇｌｕｔａｔｈｉｏｎｅｐｅｍｘｉｄａｓｅ，ＧＳＨ—Ｐｘ）、过氧化氢酶（ｃａｔａｌａｓｅ）、及谷胱甘肽还原酶ｒｅｄｕｃｔａｓｅ）等。２、非酶性抗氧化系统在生物体系中广泛分布着许（ｇｌｕｔａｔｈｉｏｎｅ多小分子，它们能通过非酶促反应而清除氧自由基。例如，ＧＳＨ、维生素Ｃ、维生素Ｅ、尿酸、牛磺酸和次牛磺酸等。这个体系的防护氧化作用主要通过三条途径：（１）消除活性氧以免引发腊质过氧化：（２）分解过氧化物，阻断过氧化链：（３）除去起催化作用的金属离子。防御体系各成份之间相互起到了协同作用，以及代偿作用与依赖作用。为了探讨ＡＣＲ引起的中毒机制研究中，学者们曾经对ＡＣＲ的引起的体内多种酶以及化学物质进行了深入细致的研究。但未见有关ＡＣＲ对大鼠神经组织及血清中Ｔ－ＡＯＣ的影响的报道。４．在本次研究中发现，在大鼠大脑、小脑、脊髓、坐骨神经和血清中，从低剂量一中级量一高剂量，总抗氧化能力呈逐渐下降趋势。而且神经组织中，坐骨神经Ｔ－ＡＯＣ下降最多、脊髓次之、小脑和大脑下降的最少。而从病理学上看，ＡＣＲ中毒后，神经组织中骨神经恰恰是损伤最严重的部位、脊髓次之、小脑和大脑损伤较轻。所以，ＡＣＲ对大鼠神经组织中抗氧化能力的影响可能是其引发神经病的一个重要作用机制・而在所研究的抗氧化成分中，谷胱甘肽过氧化物酶活性、谷胱甘肽还原酶活性和谷胱甘肽含量下降最多，所以谷胱甘肽抗氧化系统受损可能是当变查兰罂圭兰簦丝兰抗氧化能力下降的最主要原因。从图４３至图４９不难发现：与大脑、小脑和脊髓相比，坐骨神经中ＧＳＨ—ＰＸ、ＧＲ、Ｔ－ＡＯＣ活力及ＧＳＨ含量下降最多，ＭＤＡ、ＲＯＳ升高最显著，显示坐骨神经可能是ＡＣＲ的主要靶组织。８０：当变盔兰里圭兰磐兰三一．一结论本文通过建立Ｗｉｓｔｅｒ大鼠亚急性中毒模型，测定了ＡＣＲ中毒后大鼠大脑、小脑、脊髓、坐骨神经和血清中ＧＳＨ－ＰＸ、ＧＲ、ＳＯＤ、Ｔ－ＡＯＣ活力及ＧＳＨ、肋＾、ＲＯＳ含量的变化。ＡＣＲ亚急性中毒中毒后，ＧＳＨ－ＰＸ和ＧＳＨ活性在大鼠大脑、小脑、脊髓、坐骨神经和血清中明显降低趋势；ＳＯＤ活性在大鼠大脑、小脑、脊髓、坐骨神经和血清中明显变化：ＧＲ活性在低剂量组大鼠大脑、小脑中有所上升，但在大脑、小脑、脊髓、坐骨神经和血清中总体降低趋势明显。ＲＯＳ含量在大鼠大脑、小脑、脊髓、坐骨神经和血清中明显升高：ＭＤＡ含量在大鼠大脑、小脑、脊髓和坐骨神经中明显上升，但在血清中无显著变化；Ｔ—Ａ０ｃ大鼠大脑、小脑、脊髓、坐骨神经和血清中明显降低趋势。由此可见，ＡＣＲ中毒可使大鼠神经组织和血清中抗氧化能力减弱．ＲＯＳ增加，最终造成ＲＯＳ在组织无法被及时清除，从而发生脂质过氧化，使神经组织受到氧化损伤，这可能是ＡＣＲ导致中毒性神经病的主要发病机制之一。与大脑、小脑和脊髓相比，坐骨神经中ＧＳＨ—Ｐｘ、ＧＲ、Ｔ－ＡＯＣ活力及ＧｓＨ含量下降最多，ＭＤＡ、ＲＯＳ升高最显著，显示坐骨神经可能是ＡＣＲ的主要靶组织。而在上述抗氧化指标中。以坐骨神经中ＭＤ＾含量的上升最为显著（４４％），所以在今后的ＡＣＲ亚急性中毒研究中可将坐骨神经中ＭＤ＾含量的变化作为一项主要参考指标。抗氧化机制与钙稳态失调、能量传输受阻等ＡＣＲ神经中毒发病机制之间的关系有待于进一步研究。当蛮盔兰堡圭耋竺望銮——一．一参考文献１．Ａｎｏｎｙｍｏｕｓ：Ａｃｒｙｌａｍｉｄｅ，ＮＩＣＮＡＳ：ＰｒｉｏｒｉｔｙｅｘｉｓｔｉｎｇｃｈｅｍｉｃａｌａｓｓｅｓｓｍｅｎｔｒｅｐｏｒｔＶ０１：２３（２００２）１７４Ｐ２．ＧａｒｌａｎｄＰＭ＆ＰａｔｔｅｒｓｏｎＭＷＨ：ＢｒＭｅｄ【Ｊ】＇１９６７，４：１３４～８３．王慧兰，丙烯酰胺中毒原因分析【Ｊ】中华劳动卫生与职业病杂志，１９９７，１０（５）：２６５４．ＴａｋａｈａｓｈｉＭｅｔａ１．：ＩｎｔＡｒｃｈＡｒｂｃｉｔｓｍｅｄ１９７Ｉ，２８：Ｉ－１Ｉ５．ＫｅｓｓｏｎＣＭｃｔａ１．：ＰｏｓｔｇｒａｄＭｅｄ［Ｓ］，１９７７，５３：ｌ乒７６．张寿林，何风生，王玉萍等．４１例丙烯酰胺作业工人临床分析【Ｊ】．中国工业医学杂志，１９９２。５（２）：１９３７ＷＨＯＴａｓｋＧｒｏｕｐ：ＥｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌＨｅａｌｔｈＣｒｉｔｅｒｉａ４９Ａｃｒｙｌａｍｉｄｅ．１９８５，ＷＨＧｅｎｅｖａＨｅＦｅｔａｌ．：ＳｃａｎｄＡｓｂｕｒｙ８９ＪＷｏｒｋＥｎｖｉｒｏｎＨｅａｌｔｈ１９８９．１５：１２５～９ＭＪ．ＴｈｅｅｖｏｌｕｔｉｏｎｏｆｓｔｒｕｃｔｕｒａｌＡＫ，Ｂｒｏｗｎｃｈａｎｇｅｓａｎｄｉｎｄｉｓｔａｌｃｌｉｎｉｃａｌａｘｏｎｏｐａｔｈｉｅｓ．Ｉｎ：ＳｐｅｎｃｅｒＰＳ，ＳｅｈａｕｍｂｅｒｇＨＨ，ｅｄｓ，Ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌｗｉｌｋｉｎｓ．１９８０．１７９～１９２ｎｅｕｒｏｔｏｘｉｃｏｌｏｇｙ［Ｍ］．Ｂａｌｔｉｍｏｒｅ：Ｗｉｌｌｉａｍａａｎｄ１０范志涛：５８ｌ丙烯酰胺染毒小鼠的神经病理改变，中国职业医学２００２，２９（４），ｌ陈在射摘：丙烯酰胺的毒性国外医学卫生学分册．１９８３，（４）：２１ｌ￣２１４ＫｕｐｅｒｍａｎＡＳ：Ｅｆｆｅｃｔｓｏｆａｃｒｙｌａｍｉｄｅｏｎ１２ｔｈｅＣｅｎｔｒａｌｎｅｒｖｏｕｓｓｙｓｔｅｍｏｆｔｈｅｃａｔＪｐｈａｒｍｅｃｏｌａｎｄｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔｔｈｅｒａｐｅｕｔｉｃｓ１９５８，１２３（３）：１８０，－－１９２１３潘金城等：丙烯酰胺中毒４例报告，职业医学１９８６，１３（５）：２８～３０１４ＷＨＯＷｏｒｋｉｎｇＧｒｏｕｐＧａｒｌａｎｄＴＯｅｔＡｃｒｙｌａｍｉｄｅＥｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌＨｅａｌｔｈｃａｓｅｓＣｒｉｔｅｒｉａ，４９（１９８５）１２１Ｐ１５ａ１．：ＳｉｘｏｆａｃｒｙｌａｍｉｄｅｐｏｉｓｏｎｉｎｇＢｒＭｅｄＪ１９７６，４：１３４－１３７１６ＬａｗｓｏｎＤＨ：ＡｃｒｙｌａｍｉｄｅｐｏｉｓｏｎｉｎｇＰｏｓｔｇｒａｄｕａｔｅＭｅｄＪ１９７７，５３：１６－－１７１７ＴａｋａｈａｓｈｉＭｅｔａ１．：Ｅｌｅｃｔｒｏｐｈｙｓｉｏｌｏｇｉｃａｌｓｔｌｌｄｙｏｆｎｅｒｖｅｉｎｊｕｒｉｅｓｉｎｗｏｒｋｅｒｈａｎｄｔｉｎｇａｃｒｙｌ－ａｍｉｄｅ。Ｉｎｔ、Ａｒｃｈ、Ａｘｂｅｉｔｓｍｅｄ１９７１，２８：１—ｖ１１１８ＳａｋａｍｏｔｏＪｅｔａｌ．：ＡｒｃｈＴｏｘｉｃｏｌ１９８５．５７：２７６～８ｌ１９ＨｏｗｌａｎｄＲＤ：ＴｏｘｉｃｏｌＡｐｐｌＰｈａｒｍａｃｏｌ１９８１．６０：３２４～３３２０ＨｏｗｌａｎｄＲＤｅｔａ１．：ＢｒａｉｎＲｅｓ１９８０．２０２：２０２：１３１－－４２２１ＳｉｃｋｌｅｓＤＷ：Ｎｅｕｒｏｔｏｘｉｃｏｌｏｇｙ１９８７，８：６２３～３０壮ｒ山东大学硕士学位论文２２ＨｕｓａｉｎＲｅｌａ１．：ＢｕｌｌＥｎｖｉｒｏｎＣｏｎｔａｒｎＴｏｘｉｃｏｌ１９８６，３７：４２７～３２２３ＬａｐｉｎＥＰｅｌａ１．：ＥｎｖｉｒｏｎＲｅｓ１９８２，２８：２１－－３ｌ２４ＤｅｗｆｌｆＡ３ｅｔａ１．：ＰｈａｒｍａｃＴｈｅｒ１９７９，５：５４５—６２２５ＣａｖａｎａｇｈＪＢｃｔａ１．：ＡｃｔａＮｅｕｒｏｐａｔｈｏｌ１９８２，５８：２１０－４２６黄小明等：卫生研究１９８９，１８：４８～５０２７ＳｉｃｋｌｅｓＤＷ：Ｎｅｕｒｏｔｏｘｉｅｏｌｏｇｙ１９８７，８：６２３－３０２８ＴｓｔａｋｉｔａＳｅｌａ１．：ＪＣｅｌｌｂｉｏｌ１９８０，８４：５１３～３０２９ＭｉｌｌｅｒＭＳｅｔａ１．：ＴｏｘｉｃｏｌＡｐｐｌＰｈａｒｍｃｏｌ１９８３．６９：９６－－１０１３０ＳｏｕｙｒｉＦｅｔａ１．：ＢｒａｉｎＲｅｓ１９８１，２０５：１～１３ＤｉｘｉｔＲ：ＥｎｖｉｒｏｎＲｅｓ１９８１．２６：１６８～７３３１Ａｌｉ．ＳＦｅｔａ１．：ＡｃｈＴｏｘｉｃｏ１９８３．５２：３５－－４３ＵｐｈｏｕｓｅＬＬｅｔａ１．：Ｎｅｕｒｏｔｏｘｉｃｏｌｏｇｙ１９８２．３：１２１－５３２Ｋａｐｌａｎ，Ｍ．Ｌ．，Ｍｕｒｐｈｙ，Ｓ．ＤａｎｄＧｉｌｌｅｓ，Ｆ．Ｈ（１９７３）Ｍｏｄｉｆｉｃａｔｉｏｎｏｆａｃｒｙｌａｍｉｄｅｎｅｕｒｏｐａｔｈｙｉｎｒａｔｓｂｙｓｅｌｅｃｔｅｄｆａｃｔｏｒｓ．Ｔｏｘｉｃ０１．Ａｐｐｌ，Ｐｈａｒｍａｃ０１．２４，５６４—５７９３３Ｓｒｉｖａｓｔａｖａ，Ｓ．Ｐ．，Ｓｅｔｈ，Ｐ．Ｋ．，Ｄａｓ，Ｍ，ａｎｄＭｕｋｈｔａｒ，Ｈ．（１９８５）Ｅｆｆｅｃｔｓｏｆｍｉｘｅｄｒｕｃｔｉｏｎｍｏｄｉｆｉｅｒｓｏｎｎｅｕｒｏｔｏｘｉｃｉｔｙｏｆａｃｒｙｌａｍｉｄｅｉｎｒａｔｓ．Ｂｉｏｃｈｅｍ．Ｐｈａｒｍａｃ０１．３４．１０９９．１１０２３４崔群等：丙烯酰胺对小鼠抗氧化功能危害的研究，潍坊医学院学报２００１年，２３（３）：２２３３５郝月秋等：丙烯酰对变异Ｏｌａ鼠和正常６ｊ鼠突轴影响的实验研究白求恩医科大学学报２０００，Ｖ０１．２６．５７３—５７５３６贺锡雯等：丙烯酰胺及其代谢产物神经毒理的研究，卫生毒理学杂志１９９２年第六卷第２期，７１３７ＬｏＰａｃｈｉｎＰｒｏｐｏｓｅｄＲＭＪｒ，ＬｅｈｎｉｎｇＥＪ：Ａｃｒｙｌａｍｉｄｅ—ＩｎｄｕｃｅｄＤｉｓｔａｌＡｘｏｎＤｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ：ＡＭｅｃｈａｎｉｓｍｏｆＡｃｔｉｏｎ，Ｎｅｕｒｏｔｏｘｉｃｏｌｏｇｙ，Ｖ０１．１５，Ｎｏ．２，ｐａｇｅｓ２４７．２６０，１０８ｒｅｆｅｒｅｎｃｅｓ，Ｉ９９４３８ＥＩＣＨＢＥＲＧＪ：ＣｈａｎｇｅｓｉｎＮａ－ＫＡＴＰａｓｅｎｅｒｖｅａｎｄｐｒｏｔｅｉｎｋｉｎａｓｅＣａｃｔｉｖｉｔｉｅｓｉｎｐｅｒｉｐｈｅｒａｌＪＯＵＲＮＡＬＯＦＴＯＸＩＣＯＬＯＧＹＡＮＤｏｆａｃｒｙｌａｍｉｄｅ—ｔｒｅａｔｅｄｒａｔｓ．，ＥＮＶＩＲＯＮＭＥＮＴＡＬＨＥＡＬＴＨ；４２（３）．１９９４．３３１．３４２．３９ＬＯＰＡＣＨＩＮＲＭ：ＣＡＬＣＩＵＭＡＮＤＡＣＲＹＬＡＭＩＤＥＮＥＵＲＯＴＯＸＩＣＩＴＹ，ＭＯＮＴＥＦＩＯＲＥＭＥＤＩＣＡＬＣＥＮＴＥＲ．１１１ＥＡＳＴ２１０ＴＨＳＴＲＥＥＴ，ＢＲＯＮＸ．ＮＹ１０４６７８３当耋盔耋璺圭耋堡丝三４０ＲａｙｍｅｒＪＨ．ＳｐａｒａｃｉｎｏＮｅｌ－ｖｅＣＭ：ＤｅｔｅｒｍｉｎａｔｉｏｎｏｆＡｃｒｙｌａｍｉｄｅｉｎＲａｔＳｅｒｕｍａｎｄＳｃｉａｔｉｃＤｅｔｅｃｔｉｏｎ，ＪｏｕｒｎａｌｏｆｂｙＧａｓＣｈｒｏｍａｔｏｇｒａｐｈｙ－Ｅｌｅｃｔｒｏｎ－ＣａｐｔｕｒｅＣｈｒｏｍａｔｏｇｒａｐｈｙ，Ｖ０１．６１９，Ｎｏ．２，ｐａｇｅｓ２２３－２３４，１９ｒｅｆｅｒｅｎｃｅｓ，１９９３４１一ｃｈｅｍｉｌｕｍｉｎｅｓｃｅｎｃｅｓｙｓｔｅｍｏｆｔｈｅｃａｔＳｔｅｔｌ（ｉｅｗｉｃｚＪ，ＭｅｔａｂｏｌｉｃＩｎｔｅｒａｃｔｉｏｎａｎｄＮｅｕｒｏｌｏｇｉｃａｌＥｆｆｅｃｔｏｆＣｏｍｂｉｎｅｄＥｘｐｏｓｕｒｅｔｏＡｃｒｙｌａｍｉｄｅａｎｄＥｔｈａｎｏｌ，ＰｏｌｉｓｈＪｏｕｒｎａｌｏｆＯｃｃｕｐａｔｉｏｎａｌＭｅｄｉｃｉｎｅ，ｖ０１．１，Ｎｏ．２，ｐａｇｅｓ１２７－１３６，１８ｒｅｆｅｒｅｎｃｅｓ，１９８８４２ＭＩＮＧＸＵＥＹ：Ｐｏｔｅｍｉａｌｕｓｅｏｆｌｕｍｉｎｏｉ・ｄｅｐｅｎｄｅｎｔｆｏｒｅｓｔｉｍａｔｉｏｎｏｆｆｒｅｅｒａｄｉｃａｌｓｐｒｏｄｕｃｅｄｉｎｈｅｐａｔｉｃｍｉｃｍｓｏｍｅｓａｎｄｒｅｃｏｎｓｔｉｔｕｔｅｄｃｙｔｏｃｈｒｏｍｅＰ４５０ｓｙｓｔｅｍｓ．ＢＩＯＭＥＤＥＮＶＩＲＯＮＳＣＩ；５（４）．１９９２．３３６－３４８．４３董小明等：小鼠亚急性丙烯酰胺中毒的神经病理研究卫生研究ｌ９８９．１８（５）：４４－－４８ｏｎ４４ＫｕｐｅｒｍａｎＡＳ：ＥｆｆｅｃｔｓｏｆａｃｒｙｌａｍｉｄｅｐｈａｒｍｅｃｏｌｔｈｅＣｅｎｔｒａｌｎｅｒｖｏｕｓＪａｎｄｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔｔｈｅｒａｐｅｕｔｉｃｓ１９５８，１２３（３）：１８０－－１９２ＨＨ，（ｅｄｓ）：Ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌａｎｄ４５ＬｅＱｕｅｓｎｅＰＭ：Ａｃｒｙｌａｍｉｄｅ，ｉｎＳｐｅｎｃｅｒ，ＰＳ，．ＳｃｈａｕｍｂｕｒｇＣｌｉｎｉｃａｌＮｅｕｒｏｔｏｘｉｃｏｌｏｇｙ１９８０．Ｅ３０９Ｗｉｌｌｉａｍｓ＆ｗｉｌｋｉｎｓ．Ｂａｌｔｉｍｏｒｅ／Ｌｏｎｄｏｎ．４６ＳｃｈａｕｍｂｕｒｇＨＨｅｔａ１．：ＪＮｅｕｒｏｐａｔｈｏｌＥｘｐＮｅｕｒｏｌ１９７４，３３：２６０－－８４４７ＰｒｉｎｅａｓＪ．：ＪＮｅｕｒｏｐａｔｈｏｌＥｘｐＮｅｕｒｏｌ１９６９．２８：５９８—６２１４８Ｎｅｕｒｏｔｏｘｉｃｏｌｏｇｙ，Ｖ０１．１２，Ｎｏ．２，ｐａｇｅｓ２２５－２３４，２２ｒｅｆｅｒｅｎｃｅｓ，１９９１４９ＨｕｓａｉｎＲ：ＮｅｕｒｏｔｏｘｉｃｉｔｙｏｆＡｃｒｙｌａｍｉｄ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作者：

学位授予单位：

朱雪涛山东大学

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